鄒華鋒+馮宇紅+蘭兆輝+呂為群
摘要:選取斑馬魚在28、18 ℃條件下處理2周,對(duì)尾部神經(jīng)系統(tǒng)CNSS組織的U[QX(Y15]Ⅰ[QX)]、CRH、U[QX(Y15]Ⅱ[QX)]α、U[QX(Y15]Ⅱ[QX)]β、[WTBX][STBX]M2[WTBZ][STBZ]基因表達(dá)以及斑馬魚的游泳運(yùn)動(dòng)行為進(jìn)行了研究。經(jīng)過寒冷應(yīng)激后,試驗(yàn)組應(yīng)激相關(guān)基因CRH、U[QX(Y15]Ⅱ[QX)]α、U[QX(Y15]Ⅱ[QX)]β、[WTBX][STBX]M2[WTBZ][STBZ]表達(dá)與對(duì)照組相比均明顯上升,但對(duì)U[QX(Y15]Ⅰ[QX)]基因表達(dá)沒有影響。對(duì)斑馬魚的運(yùn)動(dòng)軌跡進(jìn)行分析表明,2個(gè)組的斑馬魚在快速游泳距離、慢速游泳距離、平均游泳速度方面均存在明顯差異,低溫處理組斑馬魚的慢速游泳時(shí)間明顯高于對(duì)照組,平均游泳速度明顯低于對(duì)照組。行為學(xué)數(shù)據(jù)和基因表達(dá)分析均表明,寒冷處理對(duì)斑馬魚造成了應(yīng)激反應(yīng),低溫條件下斑馬魚活動(dòng)行為的減少可能是降低機(jī)體能量消耗的一種生存策略。
關(guān)鍵詞:斑馬魚;尾部神經(jīng)系統(tǒng);尾加壓素;基因表達(dá);低溫
中圖分類號(hào): Q344+.1文獻(xiàn)標(biāo)志碼:
文章編號(hào):1002-1302(2016)08-0043-04
水體溫度是影響魚類生長發(fā)育的重要環(huán)境因子,對(duì)魚類生長、繁殖、遷移等生命過程具有重要影響[1]。與陸地哺乳動(dòng)物不同,魚類屬于變溫動(dòng)物,魚類生活的環(huán)境溫度波動(dòng)范圍更為劇烈,經(jīng)常遭遇多種不可避免的劇烈溫差變化,如晝夜氣溫驟降、季節(jié)交替等引起的溫度驟變,從而對(duì)魚類產(chǎn)生各種短期或長期的應(yīng)激反應(yīng)[2]。如果魚類不能適應(yīng)這種劇烈溫度變化引起的應(yīng)激反應(yīng),通常會(huì)導(dǎo)致死亡,對(duì)漁業(yè)生產(chǎn)造成嚴(yán)重經(jīng)濟(jì)損失[3]。
應(yīng)激是生物生存和進(jìn)化必不可少的生理反應(yīng),魚類尾部神經(jīng)系統(tǒng)(CNSS)作為應(yīng)激系統(tǒng)的一部分,與下丘腦-神經(jīng)-垂體系統(tǒng)共同參與維持魚類應(yīng)激狀態(tài)下內(nèi)環(huán)境的穩(wěn)態(tài),在環(huán)[JP3]境適應(yīng)、應(yīng)激過程中起到至關(guān)重要的作用[4-5]。CNSS在魚類中是CRH、UⅠ、UⅡ等激素表達(dá)和分泌的主要場所[6],開展對(duì)斑馬魚CNSS的研究有利于了解其在低溫變化過程中適應(yīng)環(huán)境變化的生理機(jī)制,為其他經(jīng)濟(jì)魚類抗寒冷應(yīng)激的研究提供依據(jù)。
斑馬魚(Danio rerio)是近幾十年來被廣泛應(yīng)用于生物學(xué)、遺傳學(xué)、醫(yī)學(xué)等生命科學(xué)領(lǐng)域的重要模式生物,可在5~38 ℃下生存[7-8],是研究魚類對(duì)不同環(huán)境溫度適應(yīng)性的良好模型。根據(jù)已有研究,本試驗(yàn)對(duì)正常環(huán)境溫度28 ℃與寒冷溫度18 ℃下飼養(yǎng)的斑馬魚進(jìn)行比較[9-10],以揭示斑馬魚在低溫環(huán)境溫度下CNSS參與應(yīng)激反應(yīng)的相關(guān)基因變化,并結(jié)合行為學(xué)分析初步研究斑馬魚在寒冷應(yīng)激條件下的適應(yīng)機(jī)制。
1材料與方法
1.1材料
1.1.1斑馬魚養(yǎng)殖
試驗(yàn)所用斑馬魚由筆者所在實(shí)驗(yàn)室斑馬魚房自行繁育,屬野生型Tuebingen純系后代。斑馬魚養(yǎng)殖系統(tǒng)購自上海海圣水族設(shè)備有限公司,每10~15尾養(yǎng)殖于3 L水循環(huán)系統(tǒng)魚缸中。養(yǎng)殖房水溫和室溫均控制在26~28 ℃,光照度約為200 lx,光—暗周期為14 h—10 h。
1.1.2樣品處理
選取健康、性成熟的6月齡雄性斑馬魚為研究對(duì)象,隨機(jī)選取同批次體長為(3.05±0.30) cm、體質(zhì)量為(0.36±0.10) g的雄魚。將斑馬魚移至恒溫培養(yǎng)箱進(jìn)行試驗(yàn)處理,分為常溫對(duì)照組、冷應(yīng)激組,處理溫度分別為28、18 ℃。光照周期與養(yǎng)殖系統(tǒng)內(nèi)養(yǎng)殖環(huán)境相同,2個(gè)組的斑馬魚分別在各自溫度下處理14 d。試驗(yàn)結(jié)束后迅速斷頭、斷尾,在冰上對(duì)斑馬魚尾部完成CNSS取樣。
1.2方法
1.2.1行為學(xué)試驗(yàn)和分析
每組取6尾魚進(jìn)行行為學(xué)分析,于20:00將待觀察的斑馬魚從恒濕培養(yǎng)箱內(nèi)取出,轉(zhuǎn)移至 Zebrafish 行為學(xué)觀察裝置中,待斑馬魚適應(yīng)后(約10 min)對(duì)其游泳行為進(jìn)行連續(xù)記錄并分析。采用Viewpoint系統(tǒng)(法國眾為公司產(chǎn)品)對(duì)斑馬魚的游泳行為進(jìn)行攝像分析,每尾斑馬魚連續(xù)觀察5 min并記錄。根據(jù)預(yù)試驗(yàn)結(jié)果,將斑馬魚游泳速度在2 cm/s以下定義為慢速游泳,將2 cm/s以上定義為快速游泳。采用Zebrafish行為學(xué)分析軟件對(duì)5 min內(nèi)快速游泳時(shí)間和距離、慢速游泳時(shí)間和距離、平均游泳速度進(jìn)行分析。
1.2.2反轉(zhuǎn)錄與熒光定量PCR
按照說明書采用Trizol(TaKaRa)提取斑馬魚CNSS樣品RNA,提取的RNA在Nanodrop儀器上進(jìn)行濃度測定。采用反轉(zhuǎn)錄試劑盒(TaKaRa,A047)按照說明書取1 μg RNA進(jìn)行反轉(zhuǎn)錄,將得到的cDNA稀釋10倍后進(jìn)行實(shí)時(shí)熒光定量PCR分析。采用2× SRBR熒光分析酶(Roche公司)進(jìn)行實(shí)時(shí)熒光定量分析,PCR反應(yīng)體系共20 μL,其中上下游引物各1 μL、cDNA模版2 μL、SYBR酶10 μL,剩余體積用水補(bǔ)足。采用abi7500型儀器行熱循環(huán)反應(yīng),PCR反應(yīng)程序?yàn)椋?5 ℃預(yù)變性5 min;95 ℃變性15 s,60 ℃變性和延伸40 s,共設(shè)置40個(gè)循環(huán)。反應(yīng)結(jié)束后設(shè)置溶解曲線檢驗(yàn)反應(yīng)產(chǎn)物的特異性。以β-actin為內(nèi)進(jìn)標(biāo),采用2-ΔΔCT方法對(duì)目的基因進(jìn)行相對(duì)定量分析,所用引物序列見表1。
1.3統(tǒng)計(jì)學(xué)分析
采用Graphpad prism 5(Graphpad Software. San Diego,CA)軟件對(duì)數(shù)據(jù)進(jìn)行統(tǒng)計(jì)分析并作圖,數(shù)據(jù)以“平均值±標(biāo)準(zhǔn)誤”表示。采用T-test方法對(duì)對(duì)照組和試驗(yàn)組的基因表達(dá)、行為學(xué)數(shù)據(jù)進(jìn)行統(tǒng)計(jì)分析,P<0.05表示差異顯著,P<0.01表示差異極顯著。
2結(jié)果與分析
2.1斑馬魚的游泳行為
采用Viewpoint行為學(xué)觀察儀(法國眾維公司產(chǎn)品)對(duì)斑馬魚5 min內(nèi)的游泳軌跡進(jìn)行攝像。游泳軌跡見圖1,綠色曲線、紅色曲線分別表示低速、快速游泳運(yùn)動(dòng)。[FL)]
采用行為學(xué)分析軟件對(duì)斑馬魚的運(yùn)動(dòng)軌跡進(jìn)行分析。結(jié)果表明:從時(shí)間分布來看,2個(gè)組的斑馬魚在運(yùn)動(dòng)時(shí)間分布上具有顯著差異,在觀察記錄的5 min運(yùn)動(dòng)行為中,寒冷組斑馬魚慢速運(yùn)動(dòng)所占時(shí)間明顯多于對(duì)照組(圖2-A),而快速游泳運(yùn)動(dòng)的時(shí)間明顯少于對(duì)照組(圖2-B);從游泳距離來看,寒冷應(yīng)激組的慢速游泳距離顯著高于對(duì)照組(圖2-C),而快速游泳距離顯著低于對(duì)照組(圖2-D);寒冷應(yīng)激組斑馬魚的平均游泳速度明顯小于對(duì)照組(圖2-E)。
應(yīng)激是生物應(yīng)對(duì)外界環(huán)境變化重新調(diào)整體內(nèi)動(dòng)態(tài)平衡過程而進(jìn)行特異和非特異級(jí)聯(lián)放大的生理反應(yīng),應(yīng)激的重要神經(jīng)內(nèi)分泌反應(yīng)之一是HPA軸即下丘腦-垂體-腎上腺軸的激活。魚類不僅具有下丘腦-垂體系統(tǒng),還具有一套類似的神經(jīng)分泌系統(tǒng)CNSS,即尾部神經(jīng)分泌系統(tǒng)[11]。CNSS系統(tǒng)內(nèi)的Dahlgren細(xì)胞分泌物通過軸突運(yùn)送至尾垂體中貯存,再由尾垂體直接分泌進(jìn)入尾靜脈,以便分泌物迅速抵達(dá)腎臟、腸、性腺、肝臟等靶器官,參與機(jī)體對(duì)外界環(huán)境的適應(yīng)過程[5,12]。
已有研究表明,魚類在寒冷條件下運(yùn)動(dòng)能力顯著下降,機(jī)體內(nèi)參與代謝的各種酶的活性隨著溫度下降而下降,提供給肌肉運(yùn)動(dòng)的能量也隨之減少[13]。本試驗(yàn)中,18 ℃寒冷條件下斑馬魚慢速游泳的時(shí)間顯著長于28 ℃條件下的對(duì)照組,且其游泳距離顯著小于對(duì)照組,表明寒冷處理對(duì)斑馬魚的正常游泳機(jī)能造成了影響。在試驗(yàn)前期對(duì)斑馬魚1、24 h等長時(shí)間的游泳運(yùn)動(dòng)行為進(jìn)行了觀察,發(fā)現(xiàn)低溫條件下魚的運(yùn)動(dòng)行為均顯著下降,因此本研究只分析具有代表性的5 min內(nèi)游泳軌跡。
以往關(guān)于魚類對(duì)溫度應(yīng)激的研究多集中于魚類腦部[10],而魚類CNSS是機(jī)體除腦部外參與應(yīng)激的主要部位,CNSS內(nèi)的Dahlgren細(xì)胞通過分泌CRH、UⅠ、UⅡ等激素進(jìn)入血液參與應(yīng)激反應(yīng)[14]。在大鼠和虹鱒魚的研究中,應(yīng)激導(dǎo)致CRH mRNA表達(dá)上升[15-16],這與本研究中斑馬魚經(jīng)冷應(yīng)激處理后CRH基因表達(dá)顯著上升相一致,但本研究中U[QX(Y15]Ⅰ[QX)]基因表達(dá)并未表現(xiàn)出差異。盡管CRH和U[QX(Y15]Ⅰ[QX)]基因同屬于CRH超家族一類,且CRH和U[QX(Y15]Ⅰ[QX)]在魚腦和尾部CNSS系統(tǒng)存在共表達(dá)的現(xiàn)象[17],但參與CRH和U[QX(Y15]Ⅰ[QX)]的具體轉(zhuǎn)錄調(diào)控機(jī)制可能并不同。在大麻哈魚腦組織內(nèi),8—9月時(shí)雌性、雄性腦組織CRH mRNA均顯著升高,但U[QX(Y15]Ⅰ[QX)]基因卻沒有差異[18]。將虹鱒從淡水環(huán)境轉(zhuǎn)移至海水中,24 h后進(jìn)行基因表達(dá)分析,發(fā)現(xiàn)腦前區(qū)組織中CRH表達(dá)升高,但U[QX(Y15]Ⅰ[QX)]并未發(fā)生變化[19]。
對(duì)低等脊椎動(dòng)物硬骨魚UⅡ的研究表明,該激素參與動(dòng)物體內(nèi)的滲透壓調(diào)節(jié)[20]。國外學(xué)者研究發(fā)現(xiàn),UⅡ能刺激離體蝦虎魚膀胱,并適應(yīng)淡水生活的歐洲鰻鱺后腸組織對(duì)鈉離子的吸收和重吸收能力[21]。UⅡ能增加魚類在低滲環(huán)境中對(duì)鈉離子和氯離子的保存能力,從而減少機(jī)體內(nèi)離子的流失。牙鲆血液中Urotensin激素的含量與外部鹽度密切相關(guān),當(dāng)歐洲川鰈從鹽水環(huán)境轉(zhuǎn)移至淡水中時(shí),血液Urotensin水平顯著上調(diào)[14],表明UⅡ在離子調(diào)節(jié)方面具有重要作用。已有研究表明,寒冷條件下斑馬魚鰓組織中Na-K-ATP酶的活性下降,伴隨體內(nèi)鈣離子和鈉離子顯著下降[22]。本研究中,U[QX(Y15]Ⅱ[QX)]α和U[QX(Y15]Ⅱ[QX)]β基因mRNA升高可能是寒冷刺激引起斑馬魚離子丟失后,體內(nèi)離子濃度恢復(fù)平衡的一種彌補(bǔ)機(jī)制。
毒蕈堿樣乙酰膽堿受體(M受體)屬于G蛋白相偶聯(lián)的受體超大家族,參與運(yùn)動(dòng)、體溫調(diào)節(jié)、學(xué)習(xí)記憶等多種重要生理功能[23-24]。M2激動(dòng)劑可以劑量依賴性地增強(qiáng)老鼠血液內(nèi)皮質(zhì)醇的濃度,如果將[WTBX][STBX]M2[WTBZ][STBZ]基因進(jìn)行敲除,M2激動(dòng)劑的效果被抑制,表明M2信號(hào)通路在應(yīng)激過程中起到了重要作用[25]。本研究中,寒冷應(yīng)激處理后斑馬魚CNSS組織中的M2受體表達(dá)明顯上調(diào),進(jìn)一步證明寒冷處理對(duì)斑馬魚產(chǎn)生了明顯的應(yīng)激反應(yīng),同時(shí)體現(xiàn)了[WTBX][STBX]M2[WTBZ][STBZ]基因在應(yīng)激中的重要性。
18 ℃的寒冷處理對(duì)斑馬魚造成了應(yīng)激反應(yīng),并嚴(yán)重影響斑馬魚的運(yùn)動(dòng)機(jī)能。寒冷造成斑馬魚的應(yīng)激反應(yīng)以及運(yùn)動(dòng)機(jī)能下降,可能是機(jī)體為了生存而減少運(yùn)動(dòng)、保存能量的一種策略,具體機(jī)理有待進(jìn)一步研究。
參考文獻(xiàn):
[1]Le M C,Troutaud D,Deschaux P. Differential effects of temperature on specific and nonspecific immune defences in fish[J]. The Journal of Experimental Biology,1998,201(Pt 2):165-168.
[2]鄒曙明,沈俊寶,孫效文. 魚類低溫適應(yīng)機(jī)制及抗寒育種[J]. 上海水產(chǎn)學(xué)報(bào),1998,7(3):231-237.
[3]Donaldson M R,Cooke S J,Patterson D A,et al. Cold shock and fish[J]. Journal of Fish Biology,2008,73(7):1491-1530.
[4]Winter M J,Ashworth A,Bond H,et al. The caudal neurosecretory system:control and function of a novel neuroendocrine system in fish[J]. Biochemistry and Cell Biology,2000,78(3):193-203.
[5]呂為群,劉爽,鐘英斌. 魚類尾部神經(jīng)分泌系統(tǒng)研究進(jìn)展[J]. 上海海洋大學(xué)學(xué)報(bào),2012,21(5):743-749.
[6]Bernier N J,Alderman S L,Bristow E N. Heads or tails?Stressor-specific expression of corticotropin-releasing factor and urotensinⅠ in the preoptic area and caudal neurosecretory system of rainbow trout[J]. Journal of Endocrinology,2008,196(3):637-648.
[7]Schaefer J,Ryan A. Developmental plasticity in the thermal tolerance of zebrafish Danio rerio[J]. Journal of Fish Biology,2006,69(3):722-734.
[8]Cortemeglia C,Beitinger T L. Temperature tolerances of wild-type and red transgenic zebra danios[J]. Transactions of the American Fisheries Society,2005,134(6):1431-1437.
[9]Uliano E,Cataldi M,Carella F,et al. Effects of acute changes in salinity and temperature on routine metabolism and nitrogen excretion in gambusia (Gambusia affinis) and zebrafish (Danio rerio)[J]. Comparative Biochemistry and Physiology. Part A,Molecular & Integrative Physiology,2010,157(3):283-290.[ZK)]
[10]Tseng Y C,Liu S T,Hu M Y,et al. Brain functioning under acute hypothermic stress supported by dynamic monocarboxylate utilization and transport in ectothermic fish[J]. Frontiers in Zoology,2014,11(1):53-58.
[11]Alderman S L,Bernier N J. Ontogeny of the corticotropin-releasing factor system in zebrafish[J]. General and Comparative Endocrinology,2009,164(1):61-69.
[12]Pepels P P,Van H H,Wendelaar B S E,et al. Corticotropin-releasing hormone in the teleost stress response:rapid appearance of the peptide in plasma of tilapia (Oreochromis mossambicus)[J]. The Journal of Endocrinology,2004,180(3):425-438.
[13]Wardle C S. Effects of temperature on the maximum swimming speed of fishes[M]//ALi M A.Environmental physiology of fishes.New York:Spinger,1980:519-531.
[14]Lu W,Greenwood M,Dow L,et al. Molecular characterization and expression of urotensin Ⅱ and its receptor in the flounder (Platichthys flesus):a hormone system supporting body fluid homeostasis in euryhaline fish[J]. Endocrinology,2006,147(8):3692-3708.
[15]Doyon C,Trudeau V L,Moon T W. Stress elevates corticotropin-releasing factor (CRF) and CRF-binding protein mRNA levels in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss)[J]. The Journal of Endocrinology,2005,186(1):123-130.
[16]Hsu D T,Chen F L,Takahashi L K,et al. Rapid stress-induced elevations in corticotropin-releasing hormone mRNA in rat central amygdala nucleus and hypothalamic paraventricular nucleus:an in situ hybridization analysis[J]. Brain Research,1998,788(1/2):305-310.
[17]Lu W,Dow L,Gumusgoz S,et al. Coexpression of corticotropin-releasing hormone and urotensin I precursor genes in the caudal neurosecretory system of the euryhaline flounder (Platichthys flesus):a possible shared role in peripheral regulation[J]. Endocrinology,2004,145(12):5786-5797.
[18]Westring C G,Ando H,Kitahashi T,et al. Seasonal changes in CRF-I and urotensin Ⅰ transcript levels in masu salmon:correlation with cortisol secretion during spawning[J]. General and Comparative Endocrinology,2008,155(1):126-140.
[19]Craig P M,Al-Timimi H,Bernier N J. Differential increase in forebrain and caudal neurosecretory system corticotropin-releasing factor and urotensin Ⅰ gene expression associated with seawater transfer in rainbow trout[J]. Endocrinology,2005,146(9):3851-3860.
[20]竺曉鳴,杜冠華. 尾加壓素Ⅱ生物學(xué)效應(yīng)研究進(jìn)展[J]. 中國藥理學(xué)通報(bào),2006,22(6):651-654.
[21]Larson B A,Madani Z. Increased urotensin Ⅰ and Ⅱ immunoreactivity in the urophysis of Gillichthys mirabilis transferred to low salinity water[J]. General and Comparative Endocrinology,1991,83(3):379-387.
[22]Chou M Y,Hsiao C D,Chen S C,et al. Effects of hypothermia on gene expression in zebrafish gills:upregulation in differentiation and function of ionocytes as compensatory responses[J]. The Journal of Experimental Biology,2008,211(Pt 19):3077-3084.
[23]Zhang W L,Yamada M,Gomeza J,et al. Multiple muscarinic acetylcholine receptor subtypes modulate striatal dopamine release,as studied with M-1-M-5 muscarinic receptor knock-out mice[J]. Journal of Neuroscience,2002,22(15):6347-6352.
[24]Perry E K,Smith C J,Court J A,et al. Cholinergic nicotinic and muscarinic receptors in dementia of Alzheimer,Parkinson and Lewy body types[J]. Journal of Neural Transmission:Parkinsons Disease and Dementia Section,1990,2(3):149-158.
[25]Hemrick L S K,Bymaster F P,Evans D C,et al. Muscarinic agonist-mediated increases in serum corticosterone levels are abolished in m(2) muscarinic acetylcholine receptor knockout mice[J]. The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics,2002,303(1):99-103.