基于響應(yīng)面設(shè)計(jì)莖段形成層培養(yǎng)獼猴桃幼苗的優(yōu)化研究

段新鈺 郭婷語 王朝蘭 申婷 嚴(yán)勝柒 張?jiān)品?/p>

摘 要：? 為降低獼猴桃組培快繁中的污染率，提高其繁殖效率，該文以獼猴桃的幼嫩莖段為外植體，采用兩步培養(yǎng)法進(jìn)行莖段形成層的愈傷及成苗誘導(dǎo)研究，并利用響應(yīng)面設(shè)計(jì)軟件對NAA濃度、6-BA濃度、低滲處理時間進(jìn)行了各條件的優(yōu)化，同時通過組織切片確定愈傷的來源及幼苗的形成方式。結(jié)果表明：（1）培養(yǎng)過程中撕除莖段周皮能顯著降低污染率，用200～400 mg·L-1的PVP處理獼猴桃莖段可有效防止去皮莖段的褐化。（2）愈傷誘導(dǎo)的最佳條件為預(yù)培養(yǎng)28.3 h、NAA 4.45 mg·L-1、6-BA 0.28 mg·L-1，而幼苗形成的最佳條件為預(yù)培養(yǎng)26.4 h、NAA 4.84 mg·L-1、6-BA 0.42 mg·L-1。這表明形成層愈傷誘導(dǎo)需較長低滲處理時間和較高生長素，而成苗誘導(dǎo)則需較高生長素、激動素及較短的低滲處理時間。（3）組織切片觀察結(jié)果表明獼猴桃愈傷組織源于形成層干細(xì)胞的分裂，且幼苗株源于胚狀體的發(fā)育。綜上結(jié)果表明，通過除去獼猴桃嫩莖周皮，外加抗氧化、低滲處理，可有效降低獼猴桃組培快繁中的污染率，提高繁殖系數(shù)和胚狀體發(fā)生率，為獼猴桃種苗的規(guī)模化生產(chǎn)提供技術(shù)支撐。

關(guān)鍵詞： 獼猴桃， 組培快繁， 干細(xì)胞， 莖段形成層， 響應(yīng)面設(shè)計(jì)軟件

中圖分類號：? Q943.1; S663.4

文獻(xiàn)標(biāo)識碼：? A

文章編號：? 1000-3142（2021）12-2091-09

收稿日期：? 2020-01-11

基金項(xiàng)目：? 國家自然科學(xué)基金（30660075，31960066）;云南省自然科學(xué)基金（2009CD052）;云南師范大學(xué)大學(xué)生科研訓(xùn)練基金（ky2018-132） [Supported by the National Natural Science Foundation of China （30660075，31960066）; Natural Science Foundation of Yunnan Province （2009CD052）; Student Scientific Training Fund Program of Yunnan Normal University （ky2018-132）]。

作者簡介： 段新鈺（1999-），主要從事生物技術(shù)研究， （E-mail）15126981896@163.com。

通信作者：? 張?jiān)品?，教授，碩士生導(dǎo)師，主要從事植物資源與植物遺傳等研究工作，（E-mail）zhyunfeng001@163.com。

Optimized study for plantlet inducing from cambium stem cell of young stem based on response surface design in Actinidia chinensis

DUAN Xinyu1， GUO Tingyu2， WANG Chaolan2， SHEN Ting2， YAN Shengqi2， ZHANG Yunfeng2*

（ 1. School of Life Sciences， Yunnan Normal University， Kunming 650500， China; 2. Energy Development and Utilization， Ministry of Education， Kunming 650500， China ）

Abstract：? In order to reduce the contamination rate and improve the propagation efficiency during the Aitinidia chinensis tissue rapid propagation， the young stem segments of Aitinidia chinensis were used as explants， using the two-step culture method. The response surface design software had been used to optimize the condition or influencing factor for callus inducing and its differentiation in this experiment. The condition was designed at three levels for the concentration of NAA and 6-BA， and hypotonic treatment time， respectively. Meanwhile， the origin of callus and the way of seedling formation were determined by tissue section. The results were as follows： （1） The periderm of young stem was removed using tweezers under aseptic conditions can reduce the contamination rate， and the stems without periderm were treated with 200-400 mg·L-1 PVP to prevent stem browning. （2）? The optimum condition for callus induction was 28.3 h for hypotonic treatment time， NAA and 6-BA concentration was 4.45 mg·L-1 and 0.28 mg·L-1， respectively. On the other hand， the optimum condition for callus differentiation or seedling formation was 26.4 h for hypotonic treatment time， NAA and 6-BA concentration was 4.84 mg·L-1 and 0.42 mg·L-1， respectively. That suggested that the formation of callus induction required a longer hypotonic treatment time and a higher content of auxin， and a higher content of auxin and kinetin and shorter hypotonic treatment time was required for plantlets inducing. （3） Furthermore， the slice observation during culture indicated that the inducing callus would be derived from division of cambium stem cell and the plantlets would be originated from embryoid development. To sum up， lower contaminated rate， higher propagation coefficient and somatic embryogenesis which had been obtained in this experiment would be based the foundation for the stable propagation system for kiwi fruit industrial culture.

Key words： Aitinidia chinensis， rapid propagation， stem cell， stem cambium， Design-Expert 8.06

獼猴桃（Aitinidia chinensis）為獼猴桃屬（Actinidia Lindl）的多年生藤本植物，是20世紀(jì)人工馴化栽培野生果樹中最為成功的樹種之一（吳曉梅，2010），在全世界所發(fā)現(xiàn)的66個種及118個分類單元中，云南分布有56個種、變種及變型（黃宏文等，2000;胡忠榮等，2003）。獼猴桃作為一種雌雄異株植物，利用種子繁殖獼猴桃種苗，易造成品種退化，不利于優(yōu)良性狀的保持;采用扦插、嫁接等方法，工作效率及成活率又較低。利用組培快繁技術(shù)，不僅可較好地保持品種的優(yōu)良性狀，維持其遺傳穩(wěn)定性，而且可以縮短育苗周期，降低幼苗運(yùn)輸成本。因此，組培快繁已成為獼猴桃產(chǎn)業(yè)發(fā)展中的重要技術(shù)措施。

有關(guān)獼猴桃的組培快繁，目前已有大量的相關(guān)研究，其中包括外植體的滅菌方式、植物生長調(diào)節(jié)劑的組合、外植體愈傷誘導(dǎo)分化等條件的系統(tǒng)分析，并建立了相應(yīng)的離體快繁體系。目前采用的外植體有葉片、莖段、腋芽等（陳紅惠，2005;羅強(qiáng)和劉建林，2009;于非，2017;張玉杰，2014;文國琴和何震，2004;顧福明等，2018）。這些研究對獼猴桃快繁技術(shù)的研究及應(yīng)用具有積極的促進(jìn)作用。然而，當(dāng)采用葉片、莖段、腋芽等為外植體時，由于葉表面具絨毛或莖段具裂縫，會造成組培快繁中污染率較高。植物干細(xì)胞，傳統(tǒng)上又稱為分生組織，是植物體內(nèi)相對已分化為成熟組織的細(xì)胞團(tuán)或細(xì)胞群（Aichinger et al.， 2012; Sozzani & Iyer-Pascuzzi， 2014）。初生分生組織包括頂端分生組織、居間分生組織和花分生組織;次級分生組織包括形成層、木栓形成層和外傷形成的愈傷（Martyna et al.， 2014;Heidstra et al.， 2014）。研究表明，組織培養(yǎng)中所形成的愈傷也多源于干細(xì)胞中存在細(xì)胞群的形成及脫分化，表明干細(xì)胞在愈傷的形成過程中起到重要作用（Alison et al.， 2002;Sugimoto et al.， 2010; Kaoru et al.， 2011）。由于植物形成層干細(xì)胞的細(xì)胞壁較薄，在分離過程中極易受損，導(dǎo)致植物干細(xì)胞的分離、純化非常困難。而形成層干細(xì)胞中液泡較多，對滲透壓的耐性較強(qiáng)，可利用滲透壓處理以提高植物干細(xì)胞的成活率（Garces et al.， 2007;Yu et al.， 2010;Li et al.， 2012）。

本實(shí)驗(yàn)以紅陽獼猴桃的幼嫩莖段為實(shí)驗(yàn)材料，首先將莖段經(jīng)消毒處理后撕除莖段周皮;其次通過兩步培養(yǎng)法，在僅加生長素的低滲培養(yǎng)基中培養(yǎng)剝?nèi)ブ芷さ墨J猴桃莖段，促使形成層干細(xì)胞存活、分裂，降低其他細(xì)胞的活性;最后在正常培養(yǎng)基中培養(yǎng)經(jīng)低滲處理的莖段或其切片，誘導(dǎo)其形成愈傷，并分化成苗，實(shí)現(xiàn)獼猴桃莖段形成層細(xì)胞的一次成苗誘導(dǎo)。這有效地解決了上述利用葉片或莖段為外植體存在的污染率較高、植物干細(xì)胞分離純化非常困難等問題。

1 材料與方法

1.1 材料

材料為幼嫩的獼猴桃莖段，品種為紅陽獼猴桃（Actinidia chinensis cv.‘Hongyang’）。

1.2 方法

1.2.1 外植體消毒 莖段先用自來水沖洗1～2 h后，用濾紙吸干表面水分，在無菌條件下，用75%的無水乙醇消毒30 s，再用0.15% 的氯化汞消毒8 min，用無菌蒸餾水沖洗5次，用消毒的濾紙吸干表面水分后，將莖段切成長度2～3 cm的小段為接種外植體。

1.2.2 形成層幼苗的誘導(dǎo) 莖段接種前，用鑷子剝離獼猴桃幼嫩莖段的周皮，將莖段兩端各切除0.1～0.2 cm后置于防氧化處理液（300 mg·L-1PVP）處理30 min，隨后將處理完畢的莖段置于形成層干細(xì)胞低滲處理培養(yǎng)基，低滲培養(yǎng)基以MS為基本培養(yǎng)基，添加8 g·L-1瓊脂粉、2.5 g·L-1蔗糖及3 mg·L-1NAA，在黑暗、溫度為24～26 ℃條件下進(jìn)行培養(yǎng)，培養(yǎng)時間為25～30 d。莖段培養(yǎng)25～30 d后，將莖段再次切短，形成長度為2～4 cm的小段或0.2～0.3 cm的薄片，轉(zhuǎn)入形成層干細(xì)胞誘導(dǎo)愈傷培養(yǎng)基中誘導(dǎo)培養(yǎng)。在前期的預(yù)備實(shí)驗(yàn)中，發(fā)現(xiàn)采用2，4-D為生長素，雖然能提高愈傷誘導(dǎo)率，但是會嚴(yán)重影響胚性愈傷的誘導(dǎo)及胚狀體的形成、分化。獼猴桃組培快繁中多采用的植物激素多為6-BA和NAA（羅強(qiáng)和劉建林，2009;張玉杰，2014;于非，2017;顧福明等，2018）。因此，參考呂海燕等（2019）的報道，本實(shí)驗(yàn)形成層干細(xì)胞誘導(dǎo)培養(yǎng)基是在MS基本培養(yǎng)基基礎(chǔ)上進(jìn)行如下調(diào)整，添加6 g·L-1瓊脂粉、35 g·L-1蔗糖及不同濃度的NAA及6-BA，在1 800～2 200 lx，（25±2）℃下培養(yǎng)。同時，對低滲培養(yǎng)基的處理時間進(jìn)行了預(yù)備實(shí)驗(yàn)，處理時間分別為0、5、10、15、20、25、30、35 d，結(jié)果發(fā)現(xiàn)處理時間在25 d以下，莖段多以愈傷-器官形成方式形成幼苗，而30 d以上莖段形成胚狀體的頻率會大幅下降。因此，在利用Design-Expert 8.06軟件進(jìn)行三水平設(shè)計(jì)培養(yǎng)條件優(yōu)化選擇時，低滲培養(yǎng)基的處理時間選擇25～30 d。而NAA、6-BA濃度的下限分別設(shè)為3、0.2 mg·L-1，NAA、6-BA濃度的上限分別設(shè)為5、0.5 mg·L-1。低滲處理完畢后的莖段或莖段切片轉(zhuǎn)入愈傷誘導(dǎo)培養(yǎng)基中培養(yǎng)，經(jīng)20～30 d培養(yǎng)后莖段形成層會形成胚性愈傷及胚狀體，并逐步分化為不定芽。所有處理中，實(shí)驗(yàn)重復(fù)3次。

1.2.3 愈傷組織來源途徑的確定及幼苗生根 取培養(yǎng)中的獼猴桃莖段及長有愈傷的莖段切片，進(jìn)行切片觀察，切片采用徒手切片，中性紅染色觀察。當(dāng)不定芽所形成的幼苗至2～3 cm時，將其從獼猴桃莖段或莖段切片切下，轉(zhuǎn)入生根及壯苗培養(yǎng)基誘導(dǎo)生根及壯苗，培養(yǎng)基分別為1/2MS培養(yǎng)基+NAA 0.3 mg·L-1+（蔗糖及瓊脂下同）3%糖+0.8%瓊脂、1/2MS培養(yǎng)基+IBA 0.3 mg·L-1及MS培養(yǎng)基+NAA 0.3 mg·L-1。每瓶生根培養(yǎng)基分別接種10株幼苗，每隔10 d 統(tǒng)計(jì)生根數(shù)量與根長。實(shí)驗(yàn)重復(fù)3次。

1.3 數(shù)據(jù)處理

數(shù)據(jù)通過軟件SPSS 20.1及Design-Expert 8.06處理。

2 結(jié)果與分析

2.1 形成層干細(xì)胞誘導(dǎo)愈傷及其分化的形態(tài)學(xué)變化

獼猴桃莖段或有絨毛，或有微小裂紋，易吸附微生物，造成獼猴桃莖段培養(yǎng)過程中的污染，撕掉周皮相當(dāng)于除去了污染源。未撕周皮的獼猴桃莖段的污染率為45%～62%，而撕掉周皮的污染率為15%～21%。但是獼猴桃莖段非常容易發(fā)生褐化，褐化莖段會釋放酚類物質(zhì)而影響莖段愈傷的形成。將獼猴桃莖段置于抗氧化液處理后，可有效防止去皮莖段的氧化（圖1： A）。在前期預(yù)備實(shí)驗(yàn)中，曾對150、200、300、400mg·L-1的PVP各處理30 min，發(fā)現(xiàn)200～400 mg·L-1都能取得較好抗氧化效果。因此，實(shí)驗(yàn)選擇了300 mg·L-1的PVP為抗氧化劑，并利用Design-Expert 8.06軟件對其處理時間進(jìn)行了優(yōu)化。經(jīng)形成層干細(xì)胞低滲培養(yǎng)基培養(yǎng)25～30 d的莖段或莖段切片轉(zhuǎn)入愈傷誘導(dǎo)培養(yǎng)基中進(jìn)行培養(yǎng)，培養(yǎng)10～15 d后，可在莖段表面及莖段切片上觀察到淺綠色的胚性愈傷（embryonic callus）凸起（圖1： B，C），隨著凸起愈傷的增大及轉(zhuǎn)綠，培養(yǎng)20～25 d后，胚性愈傷可直接分化為胚性幼芽從而形成幼苗（圖1：D，F(xiàn)）。從幼芽不定芽的橫切片看，不定芽源于愈傷團(tuán)內(nèi)的致密組織（圖1：E）。當(dāng)幼苗長至2～3 cm時就可將其切下轉(zhuǎn)入生根培養(yǎng)基中培養(yǎng)生根（圖1：G）。

2.2 形成層干細(xì)胞的愈傷誘導(dǎo)及成苗條件優(yōu)化

培養(yǎng)20～30 d后，獼猴桃莖段開始長出淺綠色胚性愈傷（圖1：B，C），各處理組合中胚性愈傷組織的誘導(dǎo)情形見表1。圖2為經(jīng)Design-Expert 8.06分析所得的效應(yīng)面及等高圖。從圖2可以看出，各因素對愈傷誘導(dǎo)率的影響較為復(fù)雜。在Design-Expert軟件所分析的等高線及響應(yīng)面中，等高線的形態(tài)可反映因素間交互作用的大小，圓形表示交互作用小，橢圓形則相反（代文亮等，2007），響應(yīng)面的坡度變化可反映出各因素對響應(yīng)值的影響力，坡度越緩表明影響越小，反之亦然（張黎明等，2014）。由圖2可知，時間與NAA濃度、6-BA濃度與NAA濃度的交互作用較強(qiáng)，同時時間對NAA濃度及6-BA濃度的影響較大。這也反映在方差分析中（表2），在三個因素中只有時間對愈傷誘導(dǎo)率和植物形成率呈顯著性差異（P ≤0.05）。軟件所得的回歸方程為Y=-17 839.8+1 296.8x1+109.8x2+982.3x3-3.5x1x2-13.3x1x2+27.1x2x3-23.4x12-1.91x22-1 017.1x32（R2=0.964）。式中：Y 為愈傷誘導(dǎo)率;x1、x2、x3分別為時間、NAA濃度、6-BA濃度。方程擬合非常好，模擬回歸模型的P值為0.000 31≤0.05，缺失項(xiàng)的P值為0.251 8≥0.05。方程解析后的最佳條件為時間28.3 h、NAA 4.45 mg·L-1、6-BA 0.28 mg·L-1，從中可以看出形成層愈傷誘導(dǎo)需要較長的處理時間和較高的生長素。

隨著培養(yǎng)時間的延長，莖段或莖段切片所形成的胚性愈傷會分化幼芽（圖1：D），并形成幼苗（圖1：F），當(dāng)苗長至2～3 cm時，將幼苗切下轉(zhuǎn)至生根培養(yǎng)基生根培養(yǎng)。各處理組合中幼芽的形成率見表1，圖3為經(jīng)Design-Expert 8.06分析所得的效應(yīng)面及等高圖。從圖3可以看出，各因素對植株形成率影響較為復(fù)雜，尤其是NAA與處理時間之間。從等高線上看，NAA濃度、6-BA濃度及時間三因素間均有較強(qiáng)的互作關(guān)系，而NAA與6-BA間的互作相對小;從響應(yīng)面上看，NAA濃度、6-BA濃度對植株形成率的影響較大。從軟件中得到各因素對植株形成率影響的回歸方程為Y=-10 237.9+743.6x1+21.1x2+940.3x3- 4.8x1x2-23.1x1x2-156x2x3-13.2x12+27.6x22-658.3x32（R2=0.892）。式中：Y為植株形成率，其他與上述方程的相同。表2顯示模擬模型的P值為0.011 2（P≤0.05），而擬失項(xiàng)的P值為0.345 5（P≥0.05），表明模擬模式較為成功。模擬方程解析后的最佳條件為時間26.4 h、NAA 4.84 mg·L-1、6-BA 0.42 mg·L-1，從中可以看出植株形成需要較高的生長素和激動素，而要求前期的低滲處理時間較短。

2.3 愈傷組織來源途徑的確定

從莖段橫切片上來看，可觀察到干細(xì)胞形成的細(xì)胞團(tuán)，經(jīng)中性紅染色，可觀察到排列緊密的細(xì)胞團(tuán)（圖1：I，J，K）。隨著細(xì)胞團(tuán)的不斷分裂，可觀察到細(xì)胞團(tuán)形成胚狀體結(jié)構(gòu)（圖1：J，L），甚至有胚狀體萌發(fā)的結(jié)構(gòu)（圖1：J），在莖段切片的表面可觀察到胚狀體萌發(fā)形成的胚狀體莖和胚狀體芽（圖1：D）。經(jīng)中性紅染色，在莖段形成層的細(xì)胞內(nèi)部可觀察到大量的微小液泡及所形成的細(xì)胞團(tuán)（圖1：M），眾多微小液泡是干細(xì)胞的一大特征，表明獼猴桃幼嫩莖段的形成層中存在有干細(xì)胞，且分裂形成細(xì)胞團(tuán)，這些細(xì)胞團(tuán)隨后形成愈傷或胚狀體，最終形成胚狀體芽及幼苗。

2.4 幼苗生根培養(yǎng)基的選擇

幼苗接種在生根培養(yǎng)基上15 d后，發(fā)現(xiàn)幾乎所有幼苗都能生根。從生根的數(shù)量及根長上看，1/2MS更合適，而在苗高上，1/2MS與MS沒有差異，選擇NAA的生根誘導(dǎo)效果更好。這表明獼猴桃幼苗較易生根。對少量幼苗進(jìn)行移栽（圖1：H），成活率在95%以上，表明獼猴桃組培幼苗的移栽要求不高。

3 討論與結(jié)論

本研究通過去除莖段周皮降低污染率，低滲前處理促進(jìn)莖段干細(xì)胞活性，培養(yǎng)誘導(dǎo)干細(xì)胞分裂形成胚性愈傷及其分化，并通過響應(yīng)面設(shè)計(jì)對處理?xiàng)l件的優(yōu)化，實(shí)現(xiàn)了紅陽獼猴桃莖段干細(xì)胞直接形成幼苗的快繁體系構(gòu)建。該體系中，在預(yù)處理時間、NAA濃度、6-BA 濃度分別為27.50 h、3.00 mg·L-1、0.20 mg·L-1時，胚性愈傷誘導(dǎo)率達(dá)（287.30 ± 12.00）%;在預(yù)處理時間、NAA濃度、6-BA 濃度分別為27.50 h、5.00 mg·L-1、0.20 mg·L-1時，植株形成率達(dá)（329.50 ± 9.06）%。綜合胚性愈傷形成率及植株形成率，低滲預(yù)處理27.50 h、NAA 5.00 mg·L-1、6-BA 0.2 mg·L-1時，胚性愈傷形成率和植株形成率分別為（249.47 ± 3.21）%、（329.50 ± 9.06）%，可實(shí)現(xiàn)紅陽獼猴桃的高效快速繁殖。有關(guān)紅陽獼猴桃的快繁研究中，文國琴和何震（2004）利用紅陽獼猴桃莖段，在MS+BA 1.0 mg·L-1 + NAA 0.1 mg·L-1誘導(dǎo)培養(yǎng)基中獲得88%的愈傷組織誘導(dǎo)率;相應(yīng)愈傷在MS + BA 2.0 mg·L-1 + NAA 0.1 mg·L-1中，芽分化率達(dá)到56.6%。甘麗萍等（2016）也利用紅陽獼猴桃莖段作為外植體，分別對紅陽獼猴桃快速繁殖進(jìn)行過相關(guān)的研究， 但愈傷誘導(dǎo)率、 植株形成率均較本實(shí)驗(yàn)低;從激素組成上看，愈傷誘導(dǎo)激素組合為1.0 mg·L-1 ZT+0.1 mg·L-1 NAA，與本實(shí)驗(yàn)的愈傷誘導(dǎo)組合有一定的差異，但都利用了ZT。

在常用的細(xì)胞分裂素中，ZT的活性最強(qiáng)。本實(shí)驗(yàn)利用較低濃度的6-BA實(shí)現(xiàn)紅陽獼猴桃的高效誘導(dǎo)應(yīng)該與實(shí)驗(yàn)中低滲預(yù)處理有關(guān)。在滲透脅迫條件下，植物細(xì)胞，尤其是其細(xì)胞器會發(fā)生結(jié)構(gòu)變化，引發(fā)膜脂過氧化程度的加劇，從而快速積累活性氧物質(zhì)（蔣明義等，1994;朱美琛等，2019）。作為植物中重要的信號分子，活性氧物質(zhì)（ROS）在植物的生長、發(fā)育中具有重要的作用（Schmidt & Schippers， 2015;Schippers et al.， 2016）。在植物中除子葉源于頂端分生組織的中心區(qū)（central zone）外，其他的器官均源于圍繞中心區(qū)周圍區(qū)域（peripheral zone）已分化的瞬態(tài)放大細(xì)胞（differentiated transient amplifying cells ）（Aichinger et al.， 2012），基因組中同源結(jié)構(gòu)域轉(zhuǎn)錄因子WUS（wuschel）可首先在組織中心表達(dá)，隨后遷移至中心區(qū)以維持干細(xì)胞的狀態(tài)（Daum et al.， 2014）。最近，Zeng et al.（2017）以擬南芥為材料，研究了活性氧物質(zhì)對干細(xì)胞的調(diào)節(jié)機(jī)制，表明干細(xì)胞中所累積超氧陰離子可激活WUS的表達(dá)， 從而維持干細(xì)胞的特性，同時在周邊區(qū)細(xì)胞的富集促進(jìn)干細(xì)胞的分化， 而過氧化氫（H2O2）則對超氧陰離子的合成進(jìn)行負(fù)調(diào)控，提高過氧化氫濃度或降低超氧陰離子濃度，則導(dǎo)致干細(xì)胞狀態(tài)的結(jié)束。因此，超氧陰離子與過氧化氫的比例是決定干細(xì)胞是否分化或維持原狀態(tài)的關(guān)鍵（Zeng et al.， 2017）。蔣明義等（1994）對水稻的研究表明，在低滲透脅迫下， 滲透對水稻細(xì)胞中超氧陰離子含量及過氧化氫含量的影響差別不大;而在高滲透脅迫下，不僅兩者的含量均有提高，且比例也發(fā)生明顯變化。本實(shí)驗(yàn)中，對獼猴桃幼嫩莖段進(jìn)行低滲預(yù)培養(yǎng)，一方面可促進(jìn)莖段干細(xì)胞的活性，另一方面可提高干細(xì)胞中的活性氧及調(diào)節(jié)活性氧不同組分的比例。這可能是本實(shí)驗(yàn)胚性愈傷誘導(dǎo)率較高的原因之一，當(dāng)然這種推斷是否屬實(shí)需要對誘導(dǎo)過程中活性氧進(jìn)行檢測和對相關(guān)基因表達(dá)進(jìn)行檢驗(yàn)。

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（責(zé)任編輯 何永艷）