王正義,蔡冬冬,李春,張輝,劉瑞瑛,羅毅,陳宇航
摘要:兔疥螨病是由疥螨引起的一種頑固性、接觸性、傳染性皮膚病,以劇癢、結痂、脫毛、皮膚增厚等癥狀為主要特征,嚴重影響兔群健康,給養(yǎng)兔業(yè)帶來巨大危害。正確、快速的診斷對防控兔疥螨病具有重要意義,本文就兔疥螨病的臨床診斷、痂皮刮片涂檢法、血清學診斷法以及PCR診斷法做一綜述,以期為兔疥螨病的診斷帶來一定參考價值。
關鍵詞:兔疥螨;痂皮刮片涂檢法;血清學診斷法;PCR診斷法
兔疥螨病是由疥螨寄生于兔體表引起的一種頑固性、高度接觸性、傳染性皮膚病。春、冬季節(jié)多發(fā),主要經(jīng)被污染的兔舍、兔籠、用具及工作人員傳播。該病以劇癢、結痂、脫毛、皮膚增厚等癥狀為主要特征,患兔常因皮膚炎癥的不斷蔓延造成嚴重的貧血、消瘦,最后衰竭死亡,如不及時采取措施,會迅速波及全群,造成嚴重危害。因此早期診斷對控制兔疥螨病具有重要意義。
目前,關于兔疥螨病的診斷方法主要有臨床診斷、痂皮刮片涂檢法、血清學診斷法以及PCR診斷法。臨床診斷和痂皮刮片涂檢法適用于疥螨感染后期,此時感染部位臨床癥狀較為明顯,痂皮中有大量螨蟲。然而,感染初期,大部分病例無明顯疥螨病臨床癥狀或表現(xiàn)為亞臨床癥狀,且感染螨蟲數(shù)量少,診斷非常困難,血清學診斷法以及PCR診斷法則為早期診斷帶來希望。
1 臨床診斷
1.1 病原
疥螨(sarcoptesscabiei)隸屬于真螨目(acariformes)、疥螨科(sarcoptidae)、疥螨屬(sarcoptes),呈乳白色,分為假頭和軀體兩部分。蟲體較小,約為0.15~0.5mm,呈圓形或龜形,肉眼不易看到,常寄生于人或動物皮膚表皮內(nèi),以宿主細胞間液、血清為食。
1.2 流行情況
疥螨離開宿主后在較高濕度和較低溫度(10~20℃)環(huán)境下可存活1~3周,且離開宿主24h后依然有很強的穿透皮膚的能力[1],因此該病主要發(fā)生于陽光不足、陰暗潮濕、衛(wèi)生條件不好等飼養(yǎng)條件下,冬春季節(jié)發(fā)病率高于夏秋季。病兔直接接觸感染是主要的傳播途徑,也可通過被污染的籠舍、飼料、食具以及飼養(yǎng)人員等間接傳播。
1.3 臨床特征
感染初期,病家兔主要表現(xiàn)為瘙癢,不斷用足趾和嘴搔抓啃咬皮膚癢處,一般從鼻端開始,蔓延到眼圈、上唇、下頜,最后遍及全身,皮膚表面出現(xiàn)鮮紅色或淡紅色針尖大小出血點。感染后期,隨著瘙癢程度加劇,皮膚出現(xiàn)紅腫、水泡、局部脫毛、皮膚損傷等,繼而造成皮膚增厚、結痂、出血、壞死。同時,皮膚破損處,常?;旌霞毦?、真菌繼發(fā)感染,還會引起蜂窩織炎,淋巴管炎,急性腎小球炎等[2]。隨病情的發(fā)展,病兔采食和休息受到影響,生長發(fā)育受阻,表現(xiàn)為食欲不振、消瘦、貧血,最終可因極度衰竭而死亡。
通過該病的流行情況及臨床特征等,可做出初步診斷。但疥螨早期感染的臨床癥狀與濕疹、毛癬、虱病和營養(yǎng)性脫毛等疾病的臨床表現(xiàn)相似,使鑒別診斷變得復雜。
2 痂皮刮片涂檢法
痂皮刮片涂檢法適用于感染后期,患部有痂皮產(chǎn)生,可直接檢出螨蟲體。刮取患病部位皮膚與健康皮膚交界處,剪去被毛,刮下表層痂皮,然后用手術刀片或其他銳物刮取痂皮,直至微見出血為止,將刮下的皮屑收集于培養(yǎng)皿內(nèi)。然后將培養(yǎng)皿放置37℃培養(yǎng)箱,培養(yǎng)30min,低倍顯微鏡下觀察活螨。也可采用直接涂片法、沉淀法等鏡檢觀察。
痂皮刮片檢查法作為診斷疥螨病的傳統(tǒng)方法,方便快捷,能直接找到病原體。但它僅僅適用于疥螨病感染后期及樣品數(shù)較少時的診斷,在疥螨感染早期及樣品較多時還要依賴于其他診斷方法。
3 血清學診斷法
疥螨感染會引起宿主先天性與適應性免疫應答,誘導循環(huán)抗體產(chǎn)生。感染疥螨后,在宿主血清中也可檢測到特異性抗體,因此通過血清學診斷方法來檢測特異性抗體是可行的,如酶聯(lián)免疫吸附法(ELISA)。
在血清學診斷中,需要確定合適的疥螨抗原以及合適的宿主抗體類型和特異性。目前,由于還沒有穩(wěn)定的體外螨蟲培養(yǎng)系統(tǒng),只能通過從感染疥螨的宿主(如模式動物兔、犬、豬)上收集螨蟲,數(shù)量非常有限,所以天然抗原量較少。一些重組抗原分子已經(jīng)在宿主兔、犬和豬中進行研究篩選,重組抗原分子可以被宿主產(chǎn)生的循環(huán)抗體識別,具有一定的血清學診斷潛力。He等[3]從收集的疥螨中提取RNA重組克隆的鈣調(diào)蛋白建立ELISA檢測感染疥螨的兔,顯示有88%的敏感性,但因為疥螨和癢螨都擁有高度保守的鈣調(diào)蛋白,易出現(xiàn)交叉反應,其特異性僅為23%。沈能興等[4]選用重組蛋白酪氨酸激酶(rSsPTK)建立間接ELISA方法診斷兔疥螨早期感染,結果顯示敏感性為95.2%,該方法與感染兔球蟲和豆狀囊尾蚴的兔血清不存在交叉反應,但與3份感染兔耳癢螨血清發(fā)生了交叉反應,特異性為94.1%。在重組幾丁質酶類蛋白5(rSsCLP5)建立的間接ELISA方法中,對46份感染疥螨的兔血清進行檢測顯示該方法的敏感性為93.5%,與感染豆狀囊尾蚴的兔血清不發(fā)生交叉反應,與3份感染兔耳癢螨的兔血清和2份感染兔球蟲的兔血清發(fā)生了交叉反應,特異性為90.7%[5]。雖然,有基于疥螨粗提蛋白與重組蛋白的血清診斷方法研究,但是在敏感性與特異性上都有待提高,尤其是特異性方面,大量研究都顯示存在交叉反應。
同樣地,用于血清學檢測的抗體類型也很重要。疥螨感染會引起機體血清中IgM、IgA、IgG、IgE等循環(huán)抗體水平呈不同程度的升高[6]。IgM是機體感染后產(chǎn)生的第一抗體,IgA主要在黏膜免疫中發(fā)揮作用。Arlian等[7]對91例普通疥瘡患者中的一項研究顯示,45.1%、27.5%和73.6%的患者分別檢測到血清抗體IgA、IgG和IgM,只有2.2%的人顯示IgE抗體與疥螨抗原反應。但同時,研究也指出疥螨抗原與屋塵螨之間具有較高的交叉反應。因此,關于IgM和IgA抗體作為疥螨病的血清學診斷抗體還需進一步深入的研究。IgG抗體在免疫應答中起著激活補體、中和多種毒素的作用,在感染過程中持續(xù)時間長。疥螨感染兔后,血清中IgG抗體水平均顯著升高[8],IgG抗體也是疥螨病血清學診斷中最常見的抗體。沈能興等[4,5]根據(jù)重組蛋白rSsPTK和rSsCLP5建立的間接ELISA方法檢測24只兔子,結果顯示,在感染疥螨1周和2周后,血清特異性IgG抗體水平均明顯升高,且兩種方法的檢出率均為100%,顯示了該方法作為早期診斷兔疥螨病的潛能。
4 PCR診斷方法
隨著分子技術的出現(xiàn),加上疥螨基因組序列的完成,為替代診斷方法的開發(fā)提供了機會。Angelone-Alasaad等[9]對線粒體16S rD
NA中的135bp片段進行擴增,建立兩種疥瘡PCR診斷方法對從23種宿主物種收集的疥螨進行了檢測,顯示出高敏感性、特異性。此外,還有LAMP法[10]、巢式PCR法[11]等都顯示出用時時間短、檢出率高等特點。但在PCR診斷法實施過程中,收集的樣品中疥螨或者疥螨成分的有無直接影響檢測結果的準確性,且技術要求較高,所以基于PCR技術的診斷法還需要進一步的優(yōu)化研究。
綜上所述,在兔疥螨病的研究中,確切診斷與否,直接影響患病動物的康復情況及預后,嚴重者會影響全群動物的健康,造成嚴重的經(jīng)濟損失。臨床診斷及痂皮刮片檢測法簡單易用、經(jīng)濟方便、實操性強,在生產(chǎn)實際中應用廣泛,但漏檢、誤檢率高,在疥螨感染后期的診斷中發(fā)揮了重要作用。血清學診斷法及PCR診斷法為早期診斷帶來希望,但特異性及敏感性都有待提高,建立敏感性高、特異性強的早期診斷方法將是新的研究方向。
參考文獻:
[1] Arlian LG, Runyan RA, Achar S, et al. Survival and infectivity of Sarcoptes scabiei var. canis and var. Hominis[J]. J Am Acad Dermatol, 1984, 11(2 Pt1):210-205.
[2] Walton SF, Holt DC, Currie BJ, et al. Scabies: New Future for a Neglected Disease[J]. Advances in Parasitology , 2004, 57(1):309-376.
[3] He R, Shen N, Lin H, et al. Molecular characterization of calmodulin from Sarcoptes scabiei[J]. Parasitol Int, 2017, 66(2):1-6.
[4] Shen N, He R, Liang Y, et al. Expression and characterisation of a Sarcoptes scabiei protein tyrosine kinase as a potential antigen for scabies diagnosis[J]. Scientific Reports, 2017, 7(1): 9639.
[5] Shen N,Wei W, Chen Y , et al. An Antibody Persistent and Protective Two rSsCLP-Based Subunit Cocktail Vaccine against Sarcoptes scabiei in a Rabbit Model[J]. Vaccines, 2020, 8(1).
[6] Walton SF, Beroukas D, Roberts-Thomson P, et al. New insights into disease pathogenesis in crusted (Norwegian) scabies: the skin immune response in crusted scabies[J]. British Journal of Dermatology, 2010, 158(6):1247-55.
[7] Arlian LG, Feldmeier H, Morgan MS. The Potential for a Blood Test for Scabies[J]. PLoS Neglected Tropical Diseases, 2015, 9(10):e0004188.
[8] Morgan MS, Arlian LG. Serum antibody profiles of Sarcoptes scabiei infested or immunized rabbits[J]. Folia Parasitologica, 1994, 41(3):223-7.
[9] Angelone-Alasaad S, Molinar Min A, Pasquetti M, et al. Universal conventional and real-time PCR diagnosis tools for Sarcoptes scabiei[J]. Parasites & Vectors, 2015, 8(1):587.
[10] Fraser T A, Carver S, Martin A M, et al. A Sarcoptes scabiei specific isothermal amplification assay for detection of this important ectoparasite of wombats and other animals[J]. PeerJ, 2018, 6(7):e5291.
[11] Hahm J E, Kim W C, Kim S S. The efficacy of a nested PCR in detecting cytochrome c oxidase subunit1 gene of Sarcoptes scabiei var. Hominis for diagnosing scabies[J]. Br J Dermatol, 2018, 179(4):889-895.