張春光綜述,羅文軍審校(重慶醫(yī)科大學(xué)附屬第二醫(yī)院血管外科,重慶400010)
靜脈血栓的溶解、機(jī)化過程與傷口愈合過程類似[1]。血栓機(jī)化初期,血栓內(nèi)可觀察到炎癥細(xì)胞的浸潤(rùn)和新生內(nèi)皮細(xì)胞(ECs)被覆的管腔結(jié)構(gòu),這與肉芽組織中毛細(xì)血管形成過程相似,說(shuō)明血栓溶解過程中伴隨有新生血管的形成。有研究表明,白介素-8(IL-8)、單核細(xì)胞趨化蛋白-1(MCP-1)和血管內(nèi)皮生長(zhǎng)因子165(VEGF165)等促血管新生因子均可通過誘導(dǎo)血管新生作用加速血栓溶解、機(jī)化和再通[2]。后續(xù)研究進(jìn)一步證實(shí),從外周循環(huán)血單個(gè)核細(xì)胞中分離的骨髓源性內(nèi)皮祖細(xì)胞(EPCs)在缺血環(huán)境或某些生長(zhǎng)因子作用下能夠募集到生理性和病理性血管生成的特定部位,分化為成熟的ECs 繼而形成毛細(xì)血管樣組織,參與內(nèi)皮修復(fù)并促進(jìn)缺血組織的血管新生。同時(shí),在血栓溶解過程中也發(fā)現(xiàn)存在大量骨髓源性EPCs。由于具備這些特征,EPCs 常被作為干預(yù)因素用于生理或病理?xiàng)l件下血管新生替代治療。因此,研究EPCs 促血管新生作用,加速血栓的溶解、機(jī)化、再通,可能成為一種新的治療策略。然而,體外誘導(dǎo)EPCs 分化和促使EPCs 遷移、歸巢到受損血管內(nèi)皮或血管外組織的相關(guān)機(jī)制以及信號(hào)傳導(dǎo)途徑尚不清楚。本文將EPCs 的來(lái)源及表型、生物學(xué)特性及促血管新生機(jī)制綜述如下。
1997 年,Asahara[3]首次報(bào)道用磁珠從成人血液中分離純化的、表達(dá)CD34 和血管內(nèi)皮生長(zhǎng)因子受體2(VEGFR2)的肝星狀細(xì)胞(HSCs)能在體外分化成EC 表型,并將其稱為EPCs,以顯示這些細(xì)胞可以表達(dá)各種內(nèi)皮標(biāo)記,并發(fā)現(xiàn)這些細(xì)胞能歸巢到缺血部位,參與血管新生。1 年后Shi 等[4]的研究也得到了相同結(jié)果,并發(fā)現(xiàn)CD34+HSCs 能分化為EC 系細(xì)胞并表達(dá)EC 標(biāo)志物血管性假性血友病因子(vWF)和熒光標(biāo)記的乙?;兔芏戎鞍祝―il-Ac-LDL)。這些最初的研究將EPCs 定義為能同時(shí)表達(dá)HSCs 標(biāo)志CD34 和EC 蛋白VEGFR2 的一類細(xì)胞。然而,進(jìn)一步的研究證實(shí),CD34 并不只是在EPCs 上表達(dá),其同時(shí)還在成熟的ECs 上表達(dá),而EPCs 在骨髓中或剛移植時(shí),如外周血表達(dá)3 種標(biāo)記,即CD133、CD34 和VEGFR2[5],在分化成熟過程中EPCs 逐漸失去CD133標(biāo)記并開始表達(dá)CD31、血管內(nèi)皮鈣黏蛋白和vWF。CD133 也稱為AC133,是一種高度保守的穿膜多肽,相對(duì)分子質(zhì)量約為120×103,其生物學(xué)活性尚不清楚,可在骨髓、胎肝和外周血來(lái)源的HSCs 中表達(dá),但不能在成熟的ECs 及單核細(xì)胞中表達(dá)。絕大多數(shù)具有CD133+/CD34+/CEGFR2+的細(xì)胞均位于骨髓中,成人臍靜脈ECs 表面未能檢測(cè)到CD133 的表達(dá),而外周血成熟ECs 可高表達(dá)VEGFR2、血管內(nèi)皮鈣黏蛋白和vWF。循環(huán)中的EPCs 表達(dá)各種內(nèi)皮標(biāo)記,包括CD31、CD146、血管內(nèi)皮鈣黏蛋白、vWF、一氧化氮合酶、E-選擇素等。因此,CD133+VEGFR2+細(xì)胞顯然更適合反映未成熟的祖細(xì)胞,但也有可能是血管壁的脫落細(xì)胞。目前尚不清楚CD133 是僅代表一種表面標(biāo)記,還是在血管新生調(diào)控中具有一定生物學(xué)功能。
總的來(lái)說(shuō),關(guān)于EPCs 的鑒定和起源的爭(zhēng)論依然存在[6]。在外周血單個(gè)核細(xì)胞中,EPCs 可能存在以下來(lái)源:(1)稀少的HSCs;(2)骨髓樣細(xì)胞,能夠在選擇性培養(yǎng)基中分化為ECs;(3)其他循環(huán)祖細(xì)胞;(4)循環(huán)血中從血管壁脫落的成熟ECs 等。有研究還發(fā)現(xiàn),改變體外培養(yǎng)條件可快速轉(zhuǎn)換細(xì)胞表型[7],如在培養(yǎng)基中添加他汀類物質(zhì)可增加ECs 克隆數(shù)量,而且連續(xù)培養(yǎng)可增加內(nèi)皮標(biāo)志蛋白的表達(dá)。一系列研究表明,除HSCs 以外的其他細(xì)胞系也可分化為ECs,因此,非骨髓源性的細(xì)胞可代替ECs 覆蓋移植物。同時(shí),成人骨髓源性祖細(xì)胞,如側(cè)系細(xì)胞和多能祖細(xì)胞也能分化為ECs。心臟源性組織祖細(xì)胞也發(fā)現(xiàn)能分化為ECs,因此,EPCs的來(lái)源很難界定。
促血管新生是挽救嚴(yán)重缺血組織的一種治療選擇。骨髓源性EPCs 能歸巢到缺血部位并表達(dá)內(nèi)皮標(biāo)記[8],這一研究結(jié)果對(duì)單純利用體外分離的HSCs 或EPCs 進(jìn)行治療的方式提出了挑戰(zhàn)。輸注骨髓中分離的或體外培養(yǎng)擴(kuò)增的不同細(xì)胞到缺血部位后可增加毛細(xì)血管密度和血管新生。Morancho 等[9]發(fā)現(xiàn),將新鮮分離的人CD34+單核細(xì)胞靜脈內(nèi)灌注到裸鼠心肌梗死動(dòng)物模型中,能減少心肌細(xì)胞凋亡并顯著增加血流和改善心臟功能,減少左心室瘢痕形成。同樣,EPCs 促進(jìn)血管生成的作用可改善腦缺血,其中基質(zhì)金屬蛋白酶-9(MMP-9)在其過程中起關(guān)鍵作用[10]。
在開展的臨床試驗(yàn)中也得到相似的結(jié)論,即骨髓源性或循環(huán)血中的祖細(xì)胞均有利于缺血組織血供的恢復(fù)[11]。在肢體缺血患者骨髓源性單個(gè)核細(xì)胞的自體移植臨床試驗(yàn)結(jié)果也顯示,患者踝肱指數(shù)明顯改善,靜息痛明顯緩解[12]。除在肢體缺血治療方面外,在腫瘤血管新生動(dòng)物模型中也觀察到EPCs 潛在的促血管新生活性,而分化成熟的ECs 卻不能促進(jìn)血管新生。
體外擴(kuò)增的來(lái)源于CD14+或CD14-單個(gè)核細(xì)胞的EPCs 能促進(jìn)血管新生,然而,新鮮分離的單個(gè)核細(xì)胞卻無(wú)此功能,表明EPCs所具備的增加組織血供的功能不是來(lái)源于細(xì)胞的單個(gè)核細(xì)胞表型,而是EC 表型[13]。因此,新分離的單核細(xì)胞不適合治療外周動(dòng)脈疾病患者。但單核細(xì)胞可能在微小動(dòng)脈側(cè)支生成過程中起重要作用,MCP-1 能募集單核細(xì)胞,促進(jìn)動(dòng)脈生成[14-15]。這些研究均提示單核細(xì)胞對(duì)動(dòng)脈生成是必需的。就治療應(yīng)用而言,單核細(xì)胞的局部應(yīng)用優(yōu)于系統(tǒng)性灌注,因?yàn)檫@樣對(duì)機(jī)體不良反應(yīng)最小。
即使在正常生理狀態(tài)下,體內(nèi)可利用的EPCs 的數(shù)量是非常有限的。而且在高齡、糖尿病、高脂血癥、高半胱氨酸血癥等病理?xiàng)l件下,EPCs 的功能受損更明顯?;蛐揎椀腅PCs 可彌補(bǔ)缺血肢體受損的血管新生能力[16],因此,有前景的治療策略包括通過用促血管生長(zhǎng)因子基因修飾EPCs,增強(qiáng)促血管新生的細(xì)胞信號(hào)傳導(dǎo)通路活性,長(zhǎng)期維持EPCs 的增殖潛能及延長(zhǎng)EPCs 的生存期。
3.1 EPCs 與血管組織結(jié)合率 盡管EPCs 促血管新生作用已被多項(xiàng)研究所證實(shí),但EPCs 是如何促進(jìn)血管新生的機(jī)制依然不清楚。通過研究標(biāo)記綠色熒光蛋白(GFP)或β-半乳糖苷糖(lacZ)的EPCs 進(jìn)行移植實(shí)驗(yàn)發(fā)現(xiàn),在組織未受損時(shí)EPCs 結(jié)合率很低[17],而在缺血組織中表達(dá)內(nèi)皮標(biāo)志蛋白的骨髓源性細(xì)胞結(jié)合率為0%~90%[18]。在卒中的研究中發(fā)現(xiàn),腦血管內(nèi)骨髓源性細(xì)胞結(jié)合率差異較大。Bao 等[19]和Rosell 等[20]的研究表明,平均34%的腦血管表達(dá)骨髓源性EPCs,而其他研究卻未發(fā)現(xiàn)內(nèi)皮標(biāo)記細(xì)胞,其中一些研究?jī)H測(cè)定了黏附在血管上的骨髓源性細(xì)胞而未測(cè)定其是否表達(dá)內(nèi)皮標(biāo)記蛋白。這些結(jié)果提示,組織缺血狀態(tài)可顯著影響EPCs 結(jié)合率[21]。輕微缺血并不能誘導(dǎo)骨髓源性EPCs 的動(dòng)員,只能引起少量EPCs 的參與。 相對(duì)于內(nèi)源性動(dòng)員的骨髓源性EPCs,經(jīng)靜脈內(nèi)灌注體外純化的骨髓源性單個(gè)核細(xì)胞或擴(kuò)增的EPCs均可誘導(dǎo)更高的結(jié)合率[22]。
然而,有研究發(fā)現(xiàn),結(jié)合到缺血組織的細(xì)胞中具有內(nèi)皮表型的細(xì)胞數(shù)量卻很少。這些微量的具有EC 表型的EPCs 誘導(dǎo)血管新生的機(jī)制尚不明確。一種可能的解釋是血管新生不是單獨(dú)依賴結(jié)合的EPCs,同時(shí),受到分泌的促血管生成因子的刺激,EPCs 可能與單核細(xì)胞及巨噬細(xì)胞相似,可以通過分泌細(xì)胞因子和生長(zhǎng)因子促進(jìn)動(dòng)脈生成[23]。通過不同來(lái)源培養(yǎng)的EPCs 均可表達(dá)各種生長(zhǎng)因子,如VEGF、肝細(xì)胞生長(zhǎng)因子(HGF)、胰島素樣生長(zhǎng)因子-1(IGF-1)等。而且,相同條件下培養(yǎng)的單核細(xì)胞雖然不能表達(dá)內(nèi)皮標(biāo)記蛋白,但可釋放VEGF、HGF 和粒細(xì)胞集落刺激因子(G-CSF),這些因子反過來(lái)又可促進(jìn)成熟ECs 增殖、遷移和存活,進(jìn)而影響血管生成過程[24],這一過程又可誘導(dǎo)更多的EPCs 結(jié)合到新生成的血管結(jié)構(gòu)中,并表達(dá)內(nèi)皮標(biāo)記蛋白。相反,單獨(dú)灌注可以釋放生長(zhǎng)因子的巨噬細(xì)胞到體內(nèi),由于其不能結(jié)合到血管樣結(jié)構(gòu)中,因此,其誘導(dǎo)的血管新生作用非常微弱。
3.2 EPCs 的募集與動(dòng)員 EPCs 從骨髓中動(dòng)員是由局部微環(huán)境決定的,又稱為“祖細(xì)胞微生態(tài)”,這一過程受成纖維細(xì)胞、成骨細(xì)胞和ECs 相互作用和一系列生長(zhǎng)因子、酶、配體、受體所調(diào)控。各種細(xì)胞因子通過妨礙EPCs 和間質(zhì)細(xì)胞間的連接,使得EPCs 通過跨內(nèi)皮遷移離開骨髓產(chǎn)生動(dòng)員效應(yīng)。各種蛋白酶,如彈力蛋白酶、組織蛋白酶G 和MMPs 的活化可裂解間質(zhì)細(xì)胞間連接,并與HSCs 上的整合素相結(jié)合而發(fā)揮作用。MMP-9 活化后可裂解膜連接kit 配體,并釋放可溶性kit 配體,促進(jìn)定向HSCs 和成血管細(xì)胞移動(dòng)至骨髓中的血管區(qū)[25]。但啟動(dòng)成血管細(xì)胞轉(zhuǎn)變?yōu)槎ㄏ騂SCs或EPCs 的信號(hào)傳導(dǎo)通路尚不清楚,目前認(rèn)為,是促血管生長(zhǎng)因子產(chǎn)生的重要作用,如肢體缺血及冠狀動(dòng)脈血栓形成、燒傷或冠狀動(dòng)脈搭橋術(shù)后引起的血管壁損傷被認(rèn)為可能是誘導(dǎo)EPCs 從骨髓動(dòng)員最突出的信號(hào)。 缺血可以上調(diào)VEGF 或基質(zhì)細(xì)胞衍生因子-1(SDF-1)水平,二者依次釋放入血,可通過MMP-9 誘導(dǎo)EPCs從骨髓中動(dòng)員,從而快速增加循環(huán)系統(tǒng)中EPCs 數(shù)量,而且,用編碼VEGF 的質(zhì)粒進(jìn)行基因治療的臨床研究也證明,能達(dá)到增加外周血中EPCs 數(shù)量的目的。
從外周血收集HSCs 進(jìn)行骨髓移植實(shí)驗(yàn)的過程中,發(fā)現(xiàn)G-CSF可增加循環(huán)中EPCs 水平,目前已用于在患者體內(nèi)動(dòng)員CD34+細(xì)胞。另一個(gè)因子,粒細(xì)胞-單核細(xì)胞集落刺激因子(GM-CSF)也可增加EPCs 數(shù)量,此外,紅細(xì)胞生成素(EPO)同樣可增加人和小鼠外周血EPCs 數(shù)量[26]。目前并不清楚是否所有動(dòng)員因子均可提高EPCs水平。在動(dòng)物模型中,SDF-1 及VEGF165 效果相似,均能快速動(dòng)員HSCs 和循環(huán)中的內(nèi)皮前體細(xì)胞,相對(duì)而言,血管生成素1 的動(dòng)員作用要延遲和微弱得多。應(yīng)用G-CSF 可增加白細(xì)胞數(shù)量,但ECs克隆組較VEGF、SDF-1 處理組弱,這可能是由于不同小鼠品系對(duì)細(xì)胞因子的反應(yīng)不一所致。
促進(jìn)EPCs 動(dòng)員的因素不僅包括促造血或促血管生成的各種刺激,還包括多種重組藥物。體外研究及小鼠和人體內(nèi)研究發(fā)現(xiàn),他汀類藥物可增加EPCs 數(shù)量和功能[27],其機(jī)制在于他汀類藥物可快速活化EPCs 中蛋白激酶B(Akt)信號(hào)通路。除他汀類藥物外,EPCs 數(shù)量增加和功能增強(qiáng)的機(jī)制還包括EPCs 的增殖、遷移、抗衰老和抗凋亡。最近研究表明,雌激素也可增加循環(huán)中EPCs 的水平[28]。
迄今,分子信號(hào)傳導(dǎo)途徑仍然未闡明,磷脂酰肌醇3 激酶/蛋白激酶(PI3K)/Akt 旁路途徑是他汀類藥物活化成熟ECs 的最早途徑。一系列的研究提示,該途徑的激活與他汀類藥物誘導(dǎo)EPCs 募集作用有關(guān)[29]。此外,EPO、VEGF、雌激素和功能訓(xùn)練等均可增強(qiáng)PI3K/Akt 旁路,使得這些因素均可共享相同的信號(hào)途徑。最新研究表明,內(nèi)皮細(xì)胞一氧化氮合酶(eNOS)也是骨髓源性祖細(xì)胞動(dòng)員所必需的。有學(xué)者推測(cè),這些刺激也能通過活化骨髓間質(zhì)細(xì)胞內(nèi)PI3K/Akt 依賴性一氧化氮合酶來(lái)實(shí)現(xiàn)。
3.3 EPCs 的歸巢與分化 在早期研究臍血來(lái)源的胚胎EPCs 歸巢實(shí)驗(yàn)中發(fā)現(xiàn),循環(huán)血細(xì)胞可停滯于微血管中,并侵入間質(zhì)結(jié)合到新生血管表面。提示EPCs 歸巢至血管新生部位涉及細(xì)胞黏附和遷移過程[30]。因此,可設(shè)想體外擴(kuò)增的成人EPCs 和HSCs 也能通過相同途徑歸巢到缺血部位,參與血管新生。EPCs 的歸巢涉及多個(gè)步驟及大量黏附信號(hào)途徑協(xié)同參與,如化學(xué)誘導(dǎo)、黏附、遷移等,最終分化為ECs。
EPCs 分化為成熟ECs 的過程對(duì)血管構(gòu)成至關(guān)重要,而且,當(dāng)血栓性微血管病或球囊損傷后,EPCs 能通過分化參與受損內(nèi)皮的修復(fù)。但目前尚不清楚哪些因素能影響其歸巢與分化。有研究顯示,部分EPCs 甚至可能在轉(zhuǎn)化生長(zhǎng)因子β1作用下轉(zhuǎn)分化為平滑肌細(xì)胞[31]。然而,體內(nèi)EPCs 轉(zhuǎn)變?yōu)槌墒霦Cs 的具體時(shí)間節(jié)點(diǎn)仍不清楚。有學(xué)者認(rèn)為是在失去CD133 表型,并開始表達(dá)vWF 等內(nèi)皮標(biāo)志時(shí);也有研究表明,分化過程的啟動(dòng)點(diǎn)可能是EPCs 從骨髓動(dòng)員入外周循環(huán)時(shí),待成熟血管ECs 黏附并結(jié)合到單層血管內(nèi)皮后至分化過程結(jié)束。成體EPCs 分化調(diào)控的具體遺傳學(xué)機(jī)制尚不清楚。
3.4 EPCs 的黏附與跨內(nèi)皮遷移 祖細(xì)胞歸巢到缺血組織的第一步包括缺血激活EPCs 黏附到ECs 及EPCs 跨內(nèi)皮遷移。整合素可介導(dǎo)各種細(xì)胞的黏附,包括將HSCs 和粒細(xì)胞黏附到細(xì)胞外基質(zhì)或內(nèi)皮細(xì)胞上[32]。β1整合素可在ECs 和造血細(xì)胞等多種細(xì)胞中表達(dá),而β2整合素主要在造血細(xì)胞中表達(dá)。由于體內(nèi)祖細(xì)胞歸巢到活化的血管新生組織的過程涉及ECs 的黏附與跨細(xì)胞過程,因此,β2整合素和α4β1整合素可能參與了EPCs 的歸巢過程。Bowden 等[33]研究發(fā)現(xiàn),β2整合素在外周血源性EPCs 上表達(dá)明顯上調(diào),而且其參與了EPCs 黏附到ECs 與跨內(nèi)皮遷移過程,β2整合素缺乏可導(dǎo)致HSCs 歸巢和血管新生的能力明顯減弱。有趣的是,在β2整合素敲除的小鼠肺炎和心肌缺血模型中,炎癥細(xì)胞的歸巢能力可以由α4β1整合素介導(dǎo),提示β2整合素的缺乏可由α4β1整合素部分補(bǔ)償[34]。而且,條件性刪除α4β1整合素可選擇性抑制HSCs歸巢到骨髓,表明祖細(xì)胞歸巢到不同組織是由不同黏附分子介導(dǎo)的。此外,體外研究表明,抗β1整合素抗體可阻止MCP-1 介導(dǎo)的骨髓源性CD34-/CD14+單核細(xì)胞黏附至內(nèi)皮。有趣的是,外周血源性CD34-/CD14+單核細(xì)胞的這種黏附能力受MCP-1 影響極小且不能被抗β1整合素抗體阻止[35]。所以,不同細(xì)胞類型歸巢到不同血管新生部位是通過不同機(jī)制實(shí)現(xiàn)的。
細(xì)胞間相互作用與跨細(xì)胞過程對(duì)裸露動(dòng)脈的內(nèi)皮修復(fù)并不重要。就EPCs 而言,研究集中于整合素對(duì)內(nèi)皮修復(fù)的作用,主要是由與細(xì)胞外基質(zhì)蛋白的黏附來(lái)控制的。EPCs 黏附到裸露血管可能是由玻連蛋白受體(αvβ3整合素和αvβ5整合素)介導(dǎo)的。因此,通過體內(nèi)用RGD 肽抑制αvβ3整合素和αvβ5整合素封閉裸露動(dòng)脈內(nèi)皮修復(fù)過程的實(shí)驗(yàn)提示,αvβ3整合素和αvβ5整合素涉及受損頸動(dòng)脈內(nèi)皮修復(fù)過程[36]。
3.5 EPCs 趨化、遷移與侵入 考慮到循環(huán)中祖細(xì)胞數(shù)量極其稀少,因此,化學(xué)誘導(dǎo)在祖細(xì)胞募集到缺血或受損組織過程中起重要作用。多種研究測(cè)定了趨化HSCs 進(jìn)入骨髓的不同細(xì)胞因子,這些因子包括SDF-1、脂質(zhì)介導(dǎo)素及異種細(xì)胞釋放因子。事實(shí)上,SDF-1已經(jīng)被證實(shí)可促進(jìn)祖細(xì)胞募集到缺血組織。在誘導(dǎo)心肌梗死第1天SDF-1 明顯升高,而且SDF-1 過表達(dá)可增強(qiáng)祖細(xì)胞歸巢[37]。HSCs對(duì)SDF-1 異常敏感而對(duì)G-CSF 或其他炎癥趨化因子[如IL-8 和腫瘤壞死因子(TNF)]無(wú)反應(yīng)。而且VEGF 在缺血時(shí)濃度增加也能成為EPCs 的趨化因子。而VEGF 或SDF-1 對(duì)EPCs 或骨髓細(xì)胞的遷移作用決定了患者祖細(xì)胞治療后的功能改善。除缺氧后上調(diào)的基因外,缺血組織中免疫活性細(xì)胞的侵入也可增加各種趨化因子(如MCP-1、白介素)的濃度,這些因子同樣可吸引循環(huán)匯總的祖細(xì)胞。然而,大量研究?jī)H關(guān)注了介導(dǎo)EPCs 歸巢至缺血組織的調(diào)控機(jī)制,而少有研究關(guān)注遷移與組織侵入。有學(xué)者推測(cè),蛋白酶,如組織蛋白酶或基質(zhì)蛋白酶可能介導(dǎo)EPCs 的組織侵入過程。
灌注不同的HSCs 或體外擴(kuò)增的EPCs 均可促進(jìn)缺血后組織的血管新生,這提供了一種全新的治療選擇。但仍然有諸多問題尚未解決,其中復(fù)雜的問題包括如何定義EPCs 問題,目前比較一致的意見是EPCs 來(lái)源于骨髓表達(dá)的CD133/VEGFR2,然而不斷有證據(jù)顯示,血液中存在的其他骨髓源性的細(xì)胞系也能分化為ECs。而且外周血中還可分離出具有ECs 特征的非骨髓源性細(xì)胞,表明存在的脫落成熟ECs 或其他ECs 可能源于其他祖細(xì)胞系。最近研究還表明,EPCs 相對(duì)于成熟ECs 對(duì)促血管生長(zhǎng)因子具有更強(qiáng)的反應(yīng)性和存活性。從治療角度而言,祖細(xì)胞的這些功能活性比其來(lái)源更重要。其他問題包括灌注的EPCs 促進(jìn)血管新生的機(jī)制問題,很可能除物理滲入外還存在內(nèi)分泌效應(yīng)等。
[1] Matos MF,Louren?o DM,Orikaza CM,et al. The role of IL-6,IL-8 and MCP-1 and their promoter polymorphisms IL-6-174GC,IL-8-251AT and MCP-1-2518AG in the risk of venous thromboembolism:a case-control study[J]. Thromb Res,2011,128(3):216-220.
[2] Noma H,Mimura T,Eguchi S.Association of inflammatory factors with macular edema in branch retinal vein occlusion[J].JAMA Ophthalmol,2013,131(2):160-165.
[3] Asahara T.Endothelial progenitor cells for vascular medicine[J].Yakugaku Zasshi,2007,127(5):841-845.
[4] Shi Q,Rafii S,Wu MH,et al.Evidence for circulating bone marrowderived endothelial cells[J].Blood,1998,92(2):362-367.
[5] Larrivée B,Karsan A.Involvement of marrow-derived endothelial cells in vascularization[J]. Handb Exp Pharmacol,2007(180):89-114.
[6] Itzhaki-Alfia A,Leor J,Raanani E,et al.Patient characteristics and cell source determine the number of isolated human cardiac progenitor cells[J].Circulation,2009,120(25):2559-2566.
[7] Jackson KA,Majka SM,Wang H,et al.Regeneration of ischemic cardiac muscle and vascular endothelium by adult stem cells[J].J Clin Invest,2001,107(11):1395-1402.
[8] Bonaros N,Sondermeijer H,Wiedemann D,et al. Downregulation of the CXC chemokine receptor 4/stromal cell-derived factor 1 pathway enhances myocardial neovascularization,cardiomyocyte survival,and functional recovery after myocardial infarction[J]. J Thorac Cardiovasc Surg,2011,142(3):687-696.
[9] Morancho A,Hernández-Guillamon M,Boada C,et al. Cerebral ischaemia and matrix metalloproteinase-9 modulate the angiogenic function of early and late outgrowth endothelial progenitor cells[J].J Cell Mol Med,2013,1117(12):1543-1553.
[10] Leistner DM,F(xiàn)ischer-Rasokat U,Honold J,et al.Transplantation of progenitor cells and regeneration enhancement in acute myocardial infarction(TOPCARE-AMI):final 5-year results suggest long-term safety and efficacy[J].Clin Res Cardiol,2011,100(10):925-934.
[11] Grochot-Przeczek A,Dulak J,Jozkowicz A. Therapeutic angiogenesis for revascularization in peripheral artery disease[J].Gene,2013,525(2):220-228.
[12] Gritti G,Cortelezzi A,Bucciarelli P,et al.Circulating and progenitor endothelial cells are abnormal in patients with different types of von Willebrand disease and correlate with markers of angiogenesis[J].Am J Hematol,2011,86(8):650-656.
[13] Fung E,Helisch A.Macrophages in collateral arteriogenesis[J].Front physiol,2012,3:353.
[14] Grothery A,Allegra C.Antiangiogenesis therapy in the treatment of metastatic colorectal cancer[J].Ther Adv Med Oncol,2012,4(6):301-319.
[15] Rennert RC,Sorkin M,Garg RK,et al. Stem cell recruitment after injury:lessons for regenerative medicine[J].Regen Med,2012,7(6):833-850.
[16] Botti C,Maione C,Coppola A,et al.Autologous bone marrow cell therapy for peripheral arterial disease[J]. Stems Cells Clonning,2012,6:5-14.
[17] Rotolo JA,Maj JG,F(xiàn)eldman R,et al.Bax and Bak do not exhibit functional redundancy in mediating radiation-induced endothelial apoptosis in the intestinal mucosa[J].Int J Radiat Oncol Biol Phys,2008,70(3):804-815.
[18] Qiu J,Li W,F(xiàn)eng S,et al.Transplantation of bone marrow-derived endothelial progenitor cells attenuates cerebral ischemia and reperfusion injury by inhibiting neuronal apoptosis,oxidative stress and nuclear factor-κB expression[J].Int J Mol Med,2013,31(1):91-98.
[19] Bao X,Wei J,F(xiàn)eng M,et al.Transplantation of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells promotes behavioral recovery and endogenous neurogenesis after cerebral ischemia in rats[J].Brain Res,2011,1367:103-113.
[20] Rosell A,Morancho A,Navarro-Sobrino M,et al. Factors secreted by endothelial progenitor cells enhance neurorepair responses after cerebral ischemia in mice[J].PLoS One,2013,8(9):e73244.
[21] Ruifrok WP,de Boer RA,Iwakura A,et al. Estradiol-induced,endothelial progenitor cell-mediated neovascularization in male mice with hind-limb ischemia[J].Vasc Med,2009,14(1):29-36.
[22] Rehman J,Li J,Orschell CM,et al.Peripheral blood"endothelial progenitor cells" are derived from monocyte/macrophages and secrete angiogenic growth factors[J]. Circulation,2003,107(8):1164-1169.
[23] Ishihara T,Mishima S,Kodama R,et al. Low-density lipoprotein as a biomarker for the mobilization of hematopoietic stem cells in peripheral blood[J].Transfus Apher Sci,2013,49(3):539-541.
[24] Huber BC,F(xiàn)ischer R,Brunner S,et al. Comparison of parathyroid hormone and G-CSF treatment after myocardial infarction on perfusion and stem cell homing[J].Am J Physiol Heart Circ Physiol,2010,298(5):1466-1471.
[25] Yeh TS,F(xiàn)ang YH,Lu CH,et al. Baculovirus-transduced,VEGFexpressing adipose-derived stem cell sheet for the treatment of myocardium infarction[J]. Biomaterials,2014,35(1):174-184.
[26] Meng QY,Li XQ,Yu XB,et al. Transplantation of VEGF165-gene-transfected endothelial progenitor cells in the treatment of chronic venous thrombosis in rats[J]. Chin Med J (Engl),2010,123(4):471-477.
[27] Mackie AR,Krishnamurthy P,Verma SK,et al.Alcohol consumption negates estrogen-mediated myocardial repair in ovariectomized mice by inhibiting endothelial progenitor cell mobilization and function[J].J Biol Chem,2013,288(25):18022-18034.
[28] Kureishi Y,Luo Z,Shiojima I,et al. The HMG-CoA reductase inhibitor simvastatin activates the protein kinase Akt and promotes angiogenesis in normocholesterolemic animals[J]. Nat Med,2000,6(9):1004-1010.
[29] Pfosser A,El-Aouni C,Pfisterer I,et al.NF kappaB activation in embryonic endothelial progenitor cells enhances neovascularization via PSGL-1 mediated recruitment:novel role for LL37[J].Stem Cells,2010,28(2):376-385.
[30] Arciniegas E,F(xiàn)rid MG,Douglas IS,et al. Perspectives on endothelial-to-mesenchymal transition:potential contribution to vascular remodeling in chronic pulmonary hypertension[J]. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol,2007,293(1):L1-8.
[31] Muller WA.Leukocyte-endothelial cell interactions in the inflammatory response[J].Lab Invest,2002,82(5):521-533.
[32] Kollet O,Spiegel A,Peled A,et al.Rapid and efficient homing of human CD34(+)CD38(-/low)CXCR4(+) stem and progenitor cells to the bone marrow and spleen of NOD/SCID and NOD/SCID/B2m(null)mice[J].Blood,2001,97(10):3283-3291.
[33] Bowden RA,Ding ZM,Donnachie EM,et al. Role of alpha4 integrin and VCAM-1 in CD18-independent neutrophil migration across mouse cardiac endothelium[J]. Circ Res,2002,90(5):562-569.
[34] Fujiyama S,Amano K,Uehira K,et al. Bone marrow monocyte lineage cells adhere on injured endothelium in a monocyte chemoattractant protein-1-dependent manner and accelerate reendothelialization as endothelial progenitor cells[J].Circ Res,2003,93(10):980-989.
[35] Yin Y,Zhao X,F(xiàn)ang Y,et al. SDF-1alpha involved in mobilization and recruitment of endothelial progenitor cells after arterial injury in mice[J].Cardiovasc Pathol,2010,19(4):218-227.
[36] Ghadge SK,Mühlstedt S,Ozcelik C,et al.SDF-1α as a therapeutic stem cell homing factor in myocardial infarction[J].Pharmacol Ther,2011,129(1):97-108.
[37] Thal MA,Krishnamurthy P,Mackie AR,et al. Enhanced angiogenic and cardiomyocyte differentiation capacity of epigenetically reprogrammed mouse and human endothelial progenitor cells augments their efficacy for ischemic myocardial repair[J]. Circ Res,2012,111(2):180-190.