呂定紅 熊 霞 王小城 楊煥勝 李建中 印遇龍*
(1.湖南師范大學(xué)生命科學(xué)學(xué)院,動物營養(yǎng)與人體健康實(shí)驗(yàn)室,長沙410006;2.中國科學(xué)院亞熱帶農(nóng)業(yè)生態(tài)研究所,中國科學(xué)院亞熱帶農(nóng)業(yè)生態(tài)過程重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室,長沙410125)
?
應(yīng)激和某些疾病狀態(tài)下豬腸道差異蛋白質(zhì)表達(dá)的研究進(jìn)展
呂定紅1,2熊 霞2*王小城2楊煥勝1李建中1印遇龍1,2*
(1.湖南師范大學(xué)生命科學(xué)學(xué)院,動物營養(yǎng)與人體健康實(shí)驗(yàn)室,長沙410006;2.中國科學(xué)院亞熱帶農(nóng)業(yè)生態(tài)研究所,中國科學(xué)院亞熱帶農(nóng)業(yè)生態(tài)過程重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室,長沙410125)
腸道不僅是營養(yǎng)物質(zhì)消化吸收的主要器官,也是機(jī)體最大的免疫器官。蛋白質(zhì)是生命活動的執(zhí)行者,腸道功能的改變通常伴隨著蛋白質(zhì)表達(dá)、修飾或穩(wěn)定性的改變。近年來,隨著蛋白質(zhì)組學(xué)技術(shù)的蓬勃發(fā)展,蛋白質(zhì)組學(xué)在動物科學(xué)領(lǐng)域被廣泛應(yīng)用。本文主要圍繞應(yīng)激和某些疾病狀態(tài)下豬腸道差異蛋白質(zhì)表達(dá)的研究進(jìn)展進(jìn)行簡要闡述。
豬;蛋白質(zhì)組學(xué);腸道;應(yīng)激;疾病
蛋白質(zhì)組學(xué)是研究某物種、個體、器官、組織或細(xì)胞內(nèi)全部蛋白質(zhì)動態(tài)變化(包括蛋白質(zhì)表達(dá)水平、翻譯后修飾和蛋白質(zhì)間的相互作用等)過程的一門學(xué)科[1-2]。蛋白質(zhì)分離與鑒定是蛋白質(zhì)組學(xué)研究中的2個關(guān)鍵步驟。蛋白質(zhì)分離技術(shù)主要以二維色譜、二維毛細(xì)血管電泳、液相色譜-毛細(xì)管電泳為主[3]。除了傳統(tǒng)的Edman降解法和氨基酸組成分析法,質(zhì)譜分析技術(shù)由于其靈敏、準(zhǔn)確、高通量以及自動化等特點(diǎn)成為當(dāng)前蛋白質(zhì)組學(xué)技術(shù)的支柱[4]。同位素標(biāo)記親和標(biāo)簽技術(shù)由于其靈敏度和準(zhǔn)確性高,也成為蛋白質(zhì)組學(xué)研究技術(shù)中的核心[5]。蛋白質(zhì)是生理功能執(zhí)行者,在機(jī)體中進(jìn)行高通量蛋白質(zhì)組學(xué)篩選是快速鑒別蛋白質(zhì)圖譜的重要途徑[6]。目前,蛋白質(zhì)組學(xué)技術(shù)已經(jīng)廣泛應(yīng)用于生命科學(xué)研究中。
腸道是機(jī)體消化吸收的主要器官,也是最大的免疫器官,在營養(yǎng)物質(zhì)吸收和防御外來病原體等方面起著重要的作用[7]。而且,腸道本身也參與飼糧營養(yǎng)成分的代謝[8]。因此,腸道健康不僅直接影響動物對營養(yǎng)物質(zhì)的攝取,也影響腸外組織器官對飼糧營養(yǎng)成分的利用。在現(xiàn)代化養(yǎng)殖生產(chǎn)中,許多因素會導(dǎo)致動物機(jī)體產(chǎn)生應(yīng)激甚至疾病,使腸上皮細(xì)胞內(nèi)產(chǎn)生大量有毒活性氧代謝產(chǎn)物,造成腸黏膜損傷[9]。而腸道結(jié)構(gòu)完整性和功能的損壞轉(zhuǎn)而又會威脅到機(jī)體的性能和健康[10]。因此,緩解應(yīng)激反應(yīng)和維持腸道健康是動物生產(chǎn)研究中的關(guān)鍵問題。應(yīng)用蛋白質(zhì)組學(xué)獲取動物機(jī)體應(yīng)激或某些疾病狀態(tài)下腸道蛋白質(zhì)變化(表達(dá)、修飾或穩(wěn)定性等)信息,可以深入了解腸道結(jié)構(gòu)和代謝變化,為后續(xù)調(diào)控研究提供理論依據(jù)。豬不僅是人類獲得蛋白質(zhì)等營養(yǎng)物質(zhì)的主要來源,也是重要的模式器官動物。本文主要對近年來在應(yīng)激和某些疾病狀態(tài)下豬腸道差異蛋白質(zhì)表達(dá)的研究進(jìn)展進(jìn)行簡要闡述。
HS會導(dǎo)致機(jī)體呼吸率和體溫顯著增加,可抑制機(jī)體生長、降低生長性能[11]。腸道是動物機(jī)體對HS高度敏感的器官之一,HS會損傷腸道完整性以及導(dǎo)致功能障礙,從而影響動物的生長性能,導(dǎo)致高發(fā)病率和死亡率[12]。HS對腸道的影響涉及到基因和蛋白質(zhì)等分子水平的表達(dá)變化。因此,對HS下腸道組織進(jìn)行差異蛋白質(zhì)表達(dá)分析,以此來揭示HS所引起的腸道損傷與功能障礙等生理反應(yīng)機(jī)理,可為改善HS下的管理措施提供理論依據(jù)。
1.1 HS對腸道結(jié)構(gòu)完整性相關(guān)蛋白質(zhì)表達(dá)的影響
HS會對豬腸道結(jié)構(gòu)造成損傷[13]。Pearce等[14]研究表明,在HS環(huán)境下,雖然沒有影響緊密連接相關(guān)蛋白質(zhì)的表達(dá),但多種與細(xì)胞結(jié)構(gòu)完整性以及信號通路有關(guān)的蛋白質(zhì)表達(dá)豐度都發(fā)生了變化。波形蛋白(vimentin)是一種與細(xì)胞遷移有關(guān)的中間絲蛋白,與其他微絲共同構(gòu)成細(xì)胞骨架[15]。有研究報道,HS會使vimentin表達(dá)上調(diào),進(jìn)而可能改變腸道的完整性[16]。另外,絲切蛋白(cofilin)是一種肌動蛋白解聚因子,具有調(diào)節(jié)肌動蛋白聚合的作用,能使微絲解聚。Nagumo等[17]發(fā)現(xiàn),與溫度適中(thermal neutral,TN)條件相比,HS下回腸中的cofilin會發(fā)生去磷酸而導(dǎo)致含量減少,而cofilin去磷酸會損傷腸道完整性。并且,HS下,細(xì)胞骨架蛋白鈣調(diào)理蛋白(calponin)的表達(dá)也發(fā)生了變化,HS會使calponin-1的表達(dá)豐度減少。calponin是肌球蛋白的ATP酶活性的鈣結(jié)合劑,會降低平滑肌的結(jié)合能力。因此,減少calponin可以促進(jìn)平滑肌的收縮,同時,肌球蛋白的ATP酶活性會被抑制[18]。此外,HS也會導(dǎo)致腸道通透性發(fā)生變化。Pearce等[18]通過對比豬腸道在HS和TN下24 h后的蛋白質(zhì)表達(dá)變化,結(jié)果發(fā)現(xiàn),在HS下,回腸和結(jié)腸中跨膜電阻顯著減少,腸道完整性受到損傷。并且,腸道的滲透率也隨肌球蛋白輕鏈激酶和酪蛋白激酶Ⅱ-α表達(dá)的增加而提高。之后,Cui等[10]對HS下3周后的豬空腸黏膜進(jìn)行蛋白質(zhì)組學(xué)分析,通過雙向凝膠電泳(2-DE)共檢測到992個蛋白質(zhì)點(diǎn),再由基質(zhì)輔助激光解吸電離飛行時間質(zhì)譜(matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry,MALDI-TOF-MS)鑒定發(fā)現(xiàn)有53個差異表達(dá)的蛋白質(zhì),其中18個差異表達(dá)蛋白質(zhì)與細(xì)胞結(jié)構(gòu)和能動性的變化有關(guān)。
1.2 HS對腸道代謝相關(guān)蛋白質(zhì)表達(dá)的影響
HS會導(dǎo)致多種與代謝有關(guān)的蛋白質(zhì)表達(dá)下調(diào)。異檸檬酸脫氫酶(IDH)是三羧酸循環(huán)(TCA)中的關(guān)鍵酶,除了在TCA中的作用,IDH還能產(chǎn)生促進(jìn)缺氧誘導(dǎo)因子-1α(HIF1-α)羥基化和活化作用所必需的2-酮戊二酸[19]。而HS會導(dǎo)致IDH的活性急劇下降;同時,在HS影響下,會導(dǎo)致與糖酵解有關(guān)的酶的表達(dá)下調(diào),如二磷酸果糖醛縮酶、烯醇化酶以及3-磷酸甘油醛脫氫酶。Pearce等[14]在研究中發(fā)現(xiàn),與TN相比,HS會導(dǎo)致代謝酶表達(dá)豐度發(fā)生顯著變化,其中線粒體中異檸檬酸脫氫酶的表達(dá)豐度減少200%、甘油醛-3-磷酸脫氫酶的表達(dá)豐度減少4%以及果糖-1,6-二磷酸醛縮酶的表達(dá)豐度減少11%。同樣,Cui等[10]研究表明,HS下,與TCA、電子傳遞鏈以及氧化磷酸化有關(guān)的蛋白質(zhì)的表達(dá)下調(diào),這表明HS會破壞能量代謝。此外,Pearce等[18]對HS下腸道中葡萄糖轉(zhuǎn)運(yùn)和血糖水平進(jìn)行分析,結(jié)果發(fā)現(xiàn),HS下回腸中的血糖水平偏高,同時,Na+/K+ATP酶活性增加,鈉葡萄糖協(xié)同轉(zhuǎn)運(yùn)載體-1(SGLT-1)的蛋白質(zhì)表達(dá)豐度沒有發(fā)生改變,但是回腸中葡萄糖轉(zhuǎn)運(yùn)載體-2(GLUT-2)的蛋白質(zhì)表達(dá)豐度有所增加,這可能與HS下葡萄糖轉(zhuǎn)運(yùn)速率加快有關(guān)。由此可知,HS會導(dǎo)致腸道內(nèi)許多酶的活性發(fā)生改變,進(jìn)而影響腸道代謝。
1.3 HS對氧化應(yīng)激相關(guān)蛋白質(zhì)表達(dá)的影響
熱休克蛋白(heat shock proteins,HSP)在抑制細(xì)胞凋亡、控制細(xì)胞增殖和分化、信號轉(zhuǎn)導(dǎo)以及耐熱性等方面扮演著重要角色,是應(yīng)激反應(yīng)中至關(guān)重要的蛋白質(zhì)[20]。在HS下,豬回腸和結(jié)腸中HSP70的表達(dá)豐度都有所增加[7]。Pearce等[14]研究也表明,與TN相比,HS會導(dǎo)致回腸中HSP27、HSP65、HSP70和HSP90-α的表達(dá)上調(diào)。Yu等[21]分析了HS下3 d后豬空腸中蛋白質(zhì)表達(dá)的變化,結(jié)果發(fā)現(xiàn),HSP27、HSP70以及HSP90的表達(dá)豐度都增加。同樣,類似的研究也證實(shí)了HS會導(dǎo)致HSP70表達(dá)豐度的增加[7]。另外,抗氧化在疾病保護(hù)以及防御入侵病原體中起著重要的作用,HS下會誘發(fā)氧化應(yīng)激[22]。研究表明,HS下會導(dǎo)致過氧化物氧化還原酶1(peroxiredoxin-1)的表達(dá)下調(diào)[23],而過氧化物氧化還原酶家族(peroxiredoxins)能控制和減少細(xì)胞因子誘導(dǎo)的過氧化氫物、脂質(zhì)氫過氧化物和過氧硝酸鹽的產(chǎn)生[24]。此外,HS還會導(dǎo)致腸道內(nèi)缺氧[25],缺氧誘導(dǎo)因子(HIFs)是轉(zhuǎn)錄調(diào)節(jié)因子,包括HIF1-α、HIF2-α、HIF3-α,對維持體內(nèi)氧平衡起著關(guān)鍵作用。研究顯示,HS下腸道中的HIF1-α表達(dá)上調(diào)[18]。
HS會上調(diào)仔豬腸道HSP的表達(dá),誘發(fā)機(jī)體氧化應(yīng)激反應(yīng),導(dǎo)致腸道內(nèi)缺氧。仔豬HS狀態(tài)下腸道參與糖酵解和TCA的關(guān)鍵代謝酶以及維持細(xì)胞結(jié)構(gòu)完整性和細(xì)胞遷移相關(guān)的蛋白質(zhì)的表達(dá)下降。此外,短期暴露于高熱環(huán)境下也會導(dǎo)致腸道滲透率和調(diào)節(jié)緊密連接蛋白復(fù)合物表達(dá)的關(guān)鍵激酶活性的升高[18]。因此,滲透應(yīng)激、組織缺氧和炎癥是導(dǎo)致HS腸道病理狀態(tài)的主要因素。
仔豬斷奶期間由于營養(yǎng)和環(huán)境發(fā)生了顯著變化,會引起采食量下降、生長速度降低等問題。仔豬斷奶會導(dǎo)致腸道結(jié)構(gòu)和功能受損,從而誘發(fā)應(yīng)激反應(yīng)。斷奶應(yīng)激涉及到腸道內(nèi)能量代謝、氧化反應(yīng)以及細(xì)胞凋亡等相關(guān)通路的改變[26]。Ren等[27]通過在蛋白質(zhì)限制的飼糧中添加游離氨基酸,再利用2-DE和質(zhì)譜(MS)技術(shù)對斷奶仔豬空腸進(jìn)行蛋白質(zhì)組學(xué)分析,找到16個差異表達(dá)蛋白質(zhì),這些差異蛋白質(zhì)主要參與應(yīng)激、免疫和碳水化合物代謝等過程。而補(bǔ)充游離氨基酸能導(dǎo)致空腸HSP60的表達(dá)下調(diào)。因此,在低蛋白質(zhì)飼糧中通過補(bǔ)充氨基酸可改善腸道營養(yǎng)的吸收與轉(zhuǎn)運(yùn)、腸道健康以及黏膜免疫,從而提高斷奶仔豬的日增重。谷氨酰胺作為一種常見的游離氨基酸,在維持腸道黏膜結(jié)構(gòu)與功能正常以及信號轉(zhuǎn)導(dǎo)方面扮演著重要的作用。Lin等[28]通過外源添加谷氨酰胺,研究其對斷奶仔豬小腸結(jié)構(gòu)、空腸黏膜氨基酸受體和轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白表達(dá)的影響。結(jié)果發(fā)現(xiàn),谷氨酰胺能增加血漿中多種氨基酸的濃度,并且能促進(jìn)空腸黏膜上谷氨酸代謝受體的表達(dá)。Wang等[29]運(yùn)用差異蛋白質(zhì)組學(xué)技術(shù)揭示了補(bǔ)充氧化鋅仔豬小腸組織中谷胱甘肽代謝與細(xì)胞凋亡的關(guān)系,結(jié)果表明,補(bǔ)充氧化鋅能提高斷奶仔豬空腸的氧化還原狀態(tài)和防止細(xì)胞凋亡,緩解斷奶引發(fā)的腸道功能障礙。
腸上皮細(xì)胞為腸道功能的最主要執(zhí)行者,隱窩-絨毛軸是小腸上皮特有的結(jié)構(gòu)和功能單位。隱窩-絨毛軸上皮細(xì)胞分化對于腸道應(yīng)激后的損傷修復(fù)、腸道屏障以及腸道功能的正常行使具有非常重要的意義[30]。Xiong等[31]通過同位素標(biāo)記相對和絕對定量(isobaric tags for relative and absolute quantitation,iTRAQ)分析21日齡斷奶仔豬和哺乳仔豬空腸隱窩-絨毛軸上皮細(xì)胞的蛋白質(zhì)表達(dá),發(fā)現(xiàn)斷奶會使絨毛頂端和中部與TCA、β-氧化以及糖酵解有關(guān)的蛋白質(zhì)的表達(dá)顯著下調(diào),影響能量代謝。Yang等[32]通過蛋白質(zhì)組研究斷奶仔豬空腸隱窩-絨毛軸頂端絨毛腸上皮細(xì)胞的發(fā)育變化,結(jié)果表明,能量代謝、高爾基囊泡運(yùn)輸、蛋白質(zhì)氨基酸糖基化、離子轉(zhuǎn)運(yùn)、上皮細(xì)胞分化和代謝等相關(guān)蛋白質(zhì)隨著斷奶而表達(dá)下降,而且這些變化可能受到哺乳動物雷帕霉素靶蛋白(mTOR)信號通路的調(diào)節(jié)。
腸道是重要的消化和免疫器官,由于其結(jié)構(gòu)的復(fù)雜性,易受到多種病原體的侵入[33]。而豬由于其器官在形狀和生理上與人的相似性,被作為主要的模式生物用于很多人類相關(guān)疾病的研究[34]。
3.1 壞死性小腸結(jié)腸炎(necrotizing enterocolitis of newborn,NEC)
NEC是早產(chǎn)仔豬發(fā)生最嚴(yán)重的消化道并發(fā)癥[35]。對患NEC豬的腸道進(jìn)行差異蛋白質(zhì)表達(dá)分析,有助于描述疾病的病理特征,并確定新的生物標(biāo)志物和治療靶點(diǎn)。Jiang等[36]對患NEC仔豬的小腸和結(jié)腸進(jìn)行分析,在壞死和正常的小腸中鑒定到30個差異表達(dá)的蛋白質(zhì),在結(jié)腸中鑒定到23個差異表達(dá)的蛋白質(zhì),其中組胺受體、肌動蛋白、球蛋白、免疫球蛋白和抗胰蛋白酶這5種蛋白質(zhì)對小腸和結(jié)腸有相同的影響,而HSP A5和HSP 27只在小腸中出現(xiàn)差異表達(dá);同時,參與抗氧化作用、血管生成、細(xì)胞骨架形成以及新陳代謝過程相關(guān)的蛋白質(zhì)的表達(dá)均受到了影響。此外,Jiang等[37]利用蛋白質(zhì)組學(xué)技術(shù)分析了NEC疾病中3個關(guān)鍵的誘發(fā)因子(早產(chǎn)、腸道微生物和腸內(nèi)營養(yǎng))對腸道蛋白質(zhì)表達(dá)的影響情況,結(jié)果表明,早產(chǎn)、腸道微生物和腸內(nèi)營養(yǎng)誘發(fā)仔豬NEC后鑒定到的差異蛋白質(zhì)的數(shù)量不同,其中腸道微生物會影響組織應(yīng)激反應(yīng)相關(guān)的蛋白質(zhì)的表達(dá),而腸內(nèi)營養(yǎng)則會影響與碳水化合物代謝相關(guān)的蛋白質(zhì)的表達(dá)。Jiang等[38]通過2-DE分析了早期進(jìn)行腸內(nèi)營養(yǎng)的仔豬胃腸道中的細(xì)胞動態(tài)反應(yīng)過程,結(jié)果發(fā)現(xiàn),在豬腸外營養(yǎng)和腸內(nèi)營養(yǎng)組的腸道中共鑒定出25個差異表達(dá)蛋白質(zhì)。抗增殖蛋白(PHB)和葡萄糖調(diào)節(jié)蛋白78(GRP78)表達(dá)的上調(diào)表明NEC導(dǎo)致了嚴(yán)重的氧化應(yīng)激,而鳥苷二磷酸(GDP)分裂抑制劑1(GDI1)和GDP分裂抑制劑2(GDI2)表達(dá)的上調(diào)則表明NEC會影響細(xì)胞移動、肌動蛋白組裝以及細(xì)胞流動性[34]。盡管NEC仔豬腸道差異蛋白質(zhì)的表達(dá)分析為該疾病治療提供了一定的指導(dǎo),但我們?nèi)孕柽M(jìn)一步尋找NEC仔豬組織或血漿中的特定標(biāo)志蛋白質(zhì),以供早期NEC疾病識別。
3.2 短腸綜合征(short bowel syndrome,SBS)
新生仔豬SBS通常是為了預(yù)防NEC、腸道閉鎖或腸無神經(jīng)節(jié)細(xì)胞癥,以及對腸道進(jìn)行切除造成腸道長度減少所導(dǎo)致的癥狀。切除腸道特別是回腸后,腸上皮細(xì)胞會迅速增殖,營養(yǎng)物質(zhì)吸收能力也會極大增強(qiáng)[39-40]。Stephens等[41]應(yīng)用蛋白質(zhì)組學(xué)分析了3組豬(75%小腸切除手術(shù)組、切除后接駁組以及對照組)腸道蛋白質(zhì)的表達(dá)差異,飼喂6周后豬回腸組織的蛋白質(zhì)通過雙向熒光差異凝膠電泳(2D-D IGE)分離,MALDI-TOF-MS鑒定。與對照組相比,2個試驗(yàn)組分別鑒定到71和53個差異蛋白質(zhì),包括肝臟脂肪酸結(jié)合蛋白(L-FABP)、回腸脂肪酸結(jié)合蛋白(IL-FABP)在內(nèi)的差異蛋白質(zhì)被關(guān)注并進(jìn)行了后續(xù)驗(yàn)證。結(jié)果發(fā)現(xiàn),L-FABP在75%小腸切除手術(shù)組的表達(dá)升高,并伴隨著絨毛面積以及隱窩絨毛軸上L-FABP陽性細(xì)胞數(shù)量的增加。該研究結(jié)果提示脂肪酸結(jié)合蛋白可能為SBS切除后腸道適應(yīng)過程的臨床標(biāo)記物尋找提供幫助[41]。
3.3 胎兒宮內(nèi)發(fā)育遲緩(intrauterine growth retardation,IUGR)
IUGR會導(dǎo)致小腸發(fā)育受損,從而影響營養(yǎng)物質(zhì)的吸收[42]。研究表明,IUGR仔豬影響小腸與胞內(nèi)信號、氧化還原平衡以及蛋白質(zhì)合成和蛋白質(zhì)水解有關(guān)蛋白質(zhì)的表達(dá)[43]。Wang等[44]研究了IUGR仔豬小腸黏膜蛋白質(zhì)的動態(tài)變化,結(jié)果發(fā)現(xiàn),IUGR仔豬和正常出生體重(NBW)仔豬之間有56個差異表達(dá)的蛋白質(zhì)。其中,與氧化應(yīng)激和凋亡相關(guān)的蛋白質(zhì)的表達(dá)升高,而與營養(yǎng)物質(zhì)(包括葡萄糖、脂質(zhì)、氨基酸、維生素和礦物質(zhì))消化、吸收以及代謝相關(guān)的蛋白質(zhì)的表達(dá)下降。這些差異蛋白質(zhì)可能是引起IUGR仔豬腸道生長阻滯、萎縮和功能障礙的主要原因。該研究揭示了IUGR對仔豬腸道發(fā)育的持續(xù)性損害,為了解IUGR新生仔豬腸道代謝缺陷提供了理論依據(jù),并可為改善仔豬的生長提供新策略。
目前,與應(yīng)激和疾病相關(guān)的豬腸道蛋白質(zhì)組學(xué)分析已經(jīng)獲得了大量的信息,為后續(xù)進(jìn)一步的研究奠定了基礎(chǔ),也為深入了解腸道結(jié)構(gòu)功能、代謝調(diào)控、疾病發(fā)病機(jī)理提供了理論依據(jù)。但是,由于腸道應(yīng)激或發(fā)病涉及到機(jī)體整體、器官、組織、細(xì)胞、分子等多個方面,且是個動態(tài)過程。因此,我們不能僅限于基因或蛋白質(zhì)層次,還需對細(xì)胞或分子層面的結(jié)果進(jìn)行“從下而上”或“從上而下”的細(xì)胞信號傳導(dǎo)和基因調(diào)控網(wǎng)絡(luò)及機(jī)體整體層面相互關(guān)系分析,才能最終確定動物營養(yǎng)生理變化規(guī)律。
[1] WILKINS M R,SANCHEZ J C,GOOLEY A A,et al.Progress with proteome projects:why all proteins expressed by a genome should be identified and how to do it[J].Biotechnology and Genetic Engineering Reviews,1996,13(1):19-50.
[2] LENG F W.Opportunity and challenge:ten years of proteomics in China[J].Science China Life Sciences,2012,55(9):837-839.
[4] BENDIXEN E,DANIELSEN M,LARSEN K,et al.Advances in porcine genomics and proteomics-a toolbox for developing the pig as a model organism for molecular biomedical research[J].Briefings in Functional Genomics,2010,9(3):208-219.
[5] BREWIS I A,BRENNAN P.Proteomics technologies for the global identification and quantification of proteins[J].Advances in Protein Chemistry and Structural Bioloy,2010,80:1-44.
[6] BLACKSTOCK W P,WEIR M P.Proteomics:quantitative and physical mapping of cellular proteins[J].Trends in Biotechnology,1999,17(3):121-127.
[7] PEARCE S C,SANZ-FERNANDEZ M V,HOLLIS J H,et al.Short-term exposure to heat stress attenuates appetite and intestinal integrity in growing pigs[J].Journal of Animal Science,2014,92(12):5444-5454.
[8] STOLL B,HENRY J,REEDS P J,et al.Catabolism dominates the first-pass intestinal metabolism of dietary essential amino acids in milk protein-fed piglets[J].The Journal of Nutrition,1998,128(3):606-614.
[9] LIPPOLIS J D,REINHARDT T A.Centennial paper:proteomics in animal science[J].American Society of Animal Science,2008,86(9):2430-2441.
[10] CUI Y J,GU X H.Proteomic changes of the porcine small intestine in response to chronic heat stress[J].Journal of Molecular Endocrinology,2015,55(3):277-293.
[11] JOHNSON J S,SANZ FERNANDEZ M V,GUTIERREZ N A,et al.Effects of in utero heat stress on postnatal body composition in pigs:Ⅰ.Growing phase[J].Journal of Animal Science,2015,93(1):71-81.
[12] LIU F,YIN J,DU M,et al.Heat-stress-induced damage to porcine small intestinal epithelium associated with downregulation of epithelial growth factor signaling[J].Journal of Animal Science,2009,87(6):1941-1949.
[13] SPREEUWENBERG M A M,VERDONK J M A J,GASKINS H R,et al.Small intestine epithelial barrier function is compromised in pigs with low feed intake at weaning[J].The Journal of Nutrition,2001,131(5):1520-1527.
[14] PEARCE S C,LONERGAN S M, HUFF-LONERGAN E,et al.Acute heat stress and reduced nutrient intake alter intestinal proteomic profile and gene expression in pigs[J].PLoS One,2015,10(11):e0143099.
[15] STEVENS C,HENDERSON P,NIMMO E R,et al.The intermediate filament protein,vimentin,is a regulator of NOD2 activity[J].Gut,2013,62(5):695-707.
[16] MARTINEZ-MEDINA M,MORA A,BLANCO M,et al.Similarity and divergence among adherent-invasiveEscherichiacoliand extraintestinal pathogenicE.colistrains[J].Journal of Clinical Microbiology,2009,47(12):3968-3979.
[17] NAGUMO Y,HAN J,BELLILA A,et al.Cofilin mediates tight-junction opening by redistributing actin and tight-junction proteins[J].Biochemical and Biophysical Research Communications,2008,377(3):921-925.
[18] PEARCE S C,MANI V,BODDICKER R L,et al.Heat stress reduces intestinal barrier integrity and favors intestinal glucose transport in growing pigs[J].PLoS One,2013,8(8):e70215.
[19] HEWITSON K S,LIéNARD B M R,MCDONOUGH M A,et al.Structural and mechanistic studies on the inhibition of the hypoxia-inducible transcription factor hydroxylases by tricarboxylic acid cycle intermediates[J].The Journal of Biological Chemistry,2007,282(5):3293-3301.
[20] LINDQUIST S,CRAIG E A.The heat-shock proteins[J].Annual Review of Genetics,1988,22(1):631-677.
[21] YU J,YIN P,LIU F H,et al.Effect of heat stress on the porcine small intestine:a morphological and gene expression study[J].Comparative Biochemistry and Physiology Part A:Molecular & Integrative Physiology,2010,156(1):119-128.
[22] LYKKESFELDT J,SVENDSEN O.Oxidants and antioxidants in disease:oxidative stress in farm animals[J].The Veterinary Journal,2007,173(3):502-511.
[23] CRUZEN S M,PEARCE S C,BAUMGARD L H,et al.Proteomic changes to the sarcoplasmic fraction of predominantly red or white muscle following acute heat stress[J].Journal of Proteomics,2015,128:141-153.
[24] WOOD Z A,SCHR?DER E,ROBIN H J,et al.Structure,mechanism and regulation of peroxiredoxins[J].Trends in Biochemical Sciences,2003,28(1):32-40.
[25] ZHENG L,KELLY C J,COLGAN S P.Physiologic hypoxia and oxygen homeostasis in the healthy intestine.A review in the theme:cellular responses to hypoxia[J].American Journal of Physiology:Cell Physiology,2015,309(6):C350-C360.
[26] 陶新,徐子偉.斷奶應(yīng)激引發(fā)仔豬腸道損傷及重建機(jī)制研究進(jìn)展[J].中國畜牧雜志,2012,48(15):75-78.
[27] REN M,LIU C,ZENG X F,et al.Amino acids modulates the intestinal proteome associated with immune and stress response in weaning pig[J].Molecular Biology Reports,2014,41(6):3611-3620.
[28] LIN M,ZHANG B L,YU C N,et al.L-glutamate supplementation improves small intestinal architecture and enhances the expressions of Jejunal mucosa amino acid receptors and transporters in weaning piglets[J].PLoS One,2014,9(11):e111950.
[29] WANG X Q,OU D Y,YIN J D,et al.Proteomic analysis reveals altered expression of proteins related to glutathione metabolism and apoptosis in the small intestine of zinc oxide-supplemented piglets[J].Amino Acids,2009,37(1):209-218.
[30] XIONG X,YANG H S,HU X H,et al.Differential proteome analysis along jejunal crypt-villus axis in piglets[J].Frontiers in Bioscience,2016,21(2):343-363.
[31] XIONG X,YANG H S,TAN B,et al.Differential expression of proteins involved in energy production along the crypt-villus axis in early-weaning pig small intestine[J].American Journal of Physiology:Gastrointestinal and Liver Physiology,2015,309(4):G229-G237.
[32] YANG H S,XIONG X,WANG X C,et al.Effects of weaning on intestinal upper villus epithelial cells of piglets[J].PLoS One,2016,11(3):e0150216.
[33] 王春陽,郭慧君.比較蛋白質(zhì)組學(xué)研究技術(shù)的進(jìn)展及其在動物胃腸道疾病研究中的應(yīng)用前景[J].畜牧與獸醫(yī),2010,42(增刊):49-51.
[34] VERMA N,RETTENMEIER A W,SCHMITZ-SPANKE S.Recent advances in the use of Sus scrofa (pig) as a model system for proteomic studies[J].Proteomics,2011,11(4):776-793.
[35] OBLADEN M.Necrotizing enterocolitis-150 years of fruitless search for the cause[J].Neonatology,2009,96(4):203-210.
[36] JIANG P P,SMITH B,QVIST N,et al.Intestinal proteome changes during infant necrotizing enterocolitis[J].Pediatric Research,2013,73(3):268-276.
[37] JIANG P P,SANGILD P T.Intestinal proteomics in pig models of necrotising enterocolitis,short bowel syndrome and intrauterine growth restriction[J].Proteomics-Clinical Applications,2014,8(9/10):700-714.
[38] JIANG P P,SIGGERS J L A,NGAI H H Y,et al.The small intestine proteome is changed in preterm pigs developing necrotizing enterocolitis in response to formula feeding[J].The Journal of Nutrition,2008,138(10):1895-1901.
[39] BARTHOLOME A L,ALBIN D M,BAKER D H,et al.Supplementation of total parenteral nutrition with butyrate acutely increases structural aspects of intestinal adaptation after an 80% jejunoileal resection in neonatal piglets[J].Journal of Parenteral and Enteral Nutrition,2004,28(4):210-222.
[40] HEEMSKERK V H,HEURN L W,FARLA P,et al.Effect of IGF-rich colostrum on bowel adaptation in neonatal piglets with short bowel syndrome[J].Journal of Pediatric Gastroenterology and Nutrition,2002,34(1):47-51.
[41] STEPHENS A N,PEREIRA-FANTINI P M,WILSON G,et al.Proteomic analysis of the intestinal adaptation response reveals altered expression of fatty acid binding proteins following massive small bowel resection[J].Journal of Proteome Research,2010,9(3):1437-1449.
[42] JIANG P P,SANGILD P T,SIT W H,et al.Temporal proteomic analysis of intestine developing necrotizing enterocolitis following enteral formula feeding to preterm pigs[J].Journal of Proteome Research,2009,8(1):72-81.
[43] WANG J J,CHEN L X,LI D F,et al.Intrauterine growth restriction affects the proteomes of the small intestine,liver,and skeletal muscle in newborn pigs[J].The Journal of Nutrition,2008,138(1):60-66.
[44] WANG X Q,WU W Z,LIN G,et al.Temporal proteomic analysis reveals continuous impairment of intestinal development in neonatal piglets with intrauterine growth restriction[J].Journal of Proteome Research,2010,9(2):924-935.
*Corresponding authors: XIONG Xia, associate professor, E-mail: xx@isa.ac.cn; YIN Yulong, academician,E-mail: yinyulong@isa.ac.cn
(責(zé)任編輯 菅景穎)
Research Advances on Intestinal Differential Protein Expression of Pigs under Stress and Some Diseases
LYU Dinghong1,2XIONG Xia2*WANG Xiaocheng2YANG Huansheng1LI Jianzhong1YIN Yulong1,2*
(1.CollegeofLifeSciences,HunanNormalUniversity,LaboratoryofAnimalNutritionandHumanHealth,Changsha410006,China; 2.KeyLaboratoryofAgro-EcologicalProcessesinSubtropicalRegion,InstituteofSubtropicalAgriculture,ChineseAcademyofSciences,Changsha410125,China)
Gut is the major organ of nutrient digestion and absorption and also the body’s largest immune organ. Proteins are main executors in the life processes, and the change of the intestinal functions is usually accompanied by the change of protein expression, modification or stability. In recent years, with the rapid development of proteomics technology, proteomics has been widely used in the field of animal science. This paper mainly focused on the research advances on intestinal differential protein expression of pigs under stress and some diseases.[ChineseJournalofAnimalNutrition, 2016, 28(12):3742-3748]
pigs; proteome; intestine; stress; disease
10.3969/j.issn.1006-267x.2016.12.004
2016-05-18
國家自然科學(xué)基金(31330075,31572420,31301988,31272261,31402089)
呂定紅(1992—),女,湖南永州人,碩士研究生,研究方向?yàn)閯游餇I養(yǎng)與健康養(yǎng)殖。E-mail: 541330745@qq.com
*通信作者:熊 霞,副研究員,E-mail: xx@isa.ac.cn;印遇龍,院士,博士生導(dǎo)師,E-mail: yinyulong@isa.ac.cn
Q51
A
1006-267X(2016)12-3742-07