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(甘肅農(nóng)業(yè)大學(xué)生命科學(xué)技術(shù)學(xué)院，甘肅 蘭州 730070)

藜麥(Chenopodiumquinoa)為莧科藜屬植物，起源于南美洲安第斯山脈沿麋地區(qū)，距今約有5000～7000年的栽培歷史，是當(dāng)?shù)赜〖尤藗涫芡瞥绲膫鹘y(tǒng)食物之一。因藜麥富含豐富的蛋白、氨基酸種類、膳食纖維、維生素、礦物質(zhì)及不飽和脂肪酸，被聯(lián)合國(guó)國(guó)際糧農(nóng)組織(FAO)推薦為“全營(yíng)養(yǎng)食品”。其在預(yù)防肥胖、心血管疾病、糖尿病乃至癌癥等方面的功效已得到認(rèn)可[1]，使其從一種冷門的傳統(tǒng)谷物成為全球炙手可熱的商品，僅依靠原產(chǎn)地并不能滿足日益增加的需求。由于藜麥具有抵御土壤貧瘠[2]、鹽漬[3]、干旱[4-5]和霜凍[6]等逆境的生物學(xué)特性，被廣泛引種栽培到美國(guó)、加拿大和歐洲等多個(gè)國(guó)家和地區(qū)[7-8]，目前在我國(guó)西藏、陜西、甘肅、青海、寧夏等地均有種植[8]。我國(guó)西北高原地區(qū)的自然環(huán)境為藜麥的引種栽培提供了良好的條件，但此地區(qū)因雨水少，微弱的淋溶作用致使大部分土壤呈堿性反應(yīng)，在低洼灌溉區(qū)以及地下水位較高地段，地下水可由毛管作用將鹽分帶到地表聚集，使土壤發(fā)生鹽漬化[9-10]，嚴(yán)重制約農(nóng)業(yè)生產(chǎn)。因此，研究鹽堿脅迫下藜麥耐鹽堿機(jī)制，對(duì)解決藜麥適應(yīng)性栽培具有理論指導(dǎo)和現(xiàn)實(shí)意義。

目前，國(guó)內(nèi)外對(duì)藜麥抗逆的研究主要集中在抗鹽方面，劉文瑜等[11]研究發(fā)現(xiàn)低于200 mmol·L-1NaCl溶液能促進(jìn)藜麥種子萌發(fā)，隨鹽度增加藜麥幼苗莖部生長(zhǎng)受到抑制，低濃度鹽脅迫可增加藜麥幼苗葉片滲透調(diào)節(jié)物質(zhì)含量，增強(qiáng)抗氧化酶活性，清除多余活性氧。楊宏偉等[12]認(rèn)為低濃度鹽脅迫可促進(jìn)根的生長(zhǎng)以增強(qiáng)根系吸水抵抗?jié)B透脅迫。張紫薇等[13]研究發(fā)現(xiàn)藜麥的耐鹽性強(qiáng)于耐旱性，低濃度鹽處理復(fù)水后，幼苗側(cè)重對(duì)莖生物量的分配，對(duì)根生物量分配較少，高濃度鹽處理復(fù)水后對(duì)根造成永久傷害不能恢復(fù)至對(duì)照水平。Shabala等[14]研究發(fā)現(xiàn)遭受鹽脅迫時(shí)藜麥降低葉片氣孔密度以得到最佳水分利用效率。通過積累無(wú)機(jī)離子(Na+、K+、Cl-)進(jìn)行滲透調(diào)節(jié)，以維持正常所需水勢(shì)，降低蒸騰速率[15]。雖然前人從萌發(fā)、生物量、呼吸代謝、光合特征，養(yǎng)分組成等方面對(duì)鹽脅迫下藜麥鹽害的響應(yīng)已有系統(tǒng)研究，但開展這些研究工作主要集中在NaCl(中性鹽)單一因素處理下對(duì)藜麥生長(zhǎng)的影響，把滲透脅迫和高濃度Na+毒害效應(yīng)作為鹽脅迫的2個(gè)主要因素[16]，自然界的鹽堿成分復(fù)雜[17]，我國(guó)西北地區(qū)鹽堿地大多屬于復(fù)合型鹽堿地, 造成鹽堿的主要成分為NaHCO3和Na2CO3，兼有NaCl和Na2SO4，因此鹽化與堿化作用往往同時(shí)發(fā)生[18]，而以混合鹽堿脅迫處理展開的研究尚未見報(bào)道。種子萌發(fā)是植物生長(zhǎng)的關(guān)鍵及敏感階段[19-20]，本研究從種子萌發(fā)及幼苗抗氧化酶特性探討藜麥的耐鹽堿性，揭示其耐鹽堿機(jī)制，旨在為藜麥在鹽堿地的適應(yīng)性種植、農(nóng)業(yè)系統(tǒng)多元化栽培及生態(tài)環(huán)境改善奠定良好的理論基礎(chǔ)。

1 材料與方法

1.1 材料與處理

1.1.1實(shí)驗(yàn)材料 供試藜麥由寧夏農(nóng)林科學(xué)院科泰種業(yè)有限公司提供，原產(chǎn)地秘魯，種子產(chǎn)于寧夏固原市原州區(qū)中度鹽堿地區(qū)(地跨東經(jīng)105°58′～106°30′，北緯35°34′～36°38′，海拔1470～2920 m，年降水量350～650 mm)，千粒重0.327 g，選取成熟飽滿、大小均勻及無(wú)病蟲害的種子用于萌發(fā)試驗(yàn)。

1.1.2鹽堿條件的模擬 根據(jù)古麗內(nèi)爾等[21]的研究稍做改動(dòng)模擬鹽堿條件，選擇2種中性鹽(NaCl、Na2SO4)和2種堿性鹽(NaHCO3、NaCO3)，以堿性鹽所占比例遞增順序設(shè)置5個(gè)處理組，依次為A、B、C、D、E(表1)，設(shè)定的鹽處理濃度為50，100，150，200 mmol·L-1。用pH計(jì)(雷磁PHS-3C)檢測(cè)20種不同鹽堿混合液pH值。

表1 各處理鹽分組成、摩爾比及pHTable 1 Salts composition, molar ratio and pH of solutions for mixed salt- alkali treatment

1.1.3種子萌發(fā)試驗(yàn) 本試驗(yàn)于2017年10月-2018年1月在甘肅農(nóng)業(yè)大學(xué)實(shí)驗(yàn)教學(xué)中心植物生理實(shí)驗(yàn)室進(jìn)行。選擇飽滿、大小均勻的藜麥種子，用2% NaClO消毒10 min并用去離子水沖洗3～5次，置于墊有2層濾紙的培養(yǎng)皿(Φ=9 cm)中，每皿50粒，每處理重復(fù)3次。置于光照強(qiáng)度4000 lx，溫度25 ℃/15 ℃，光周期16 h/8 h(晝/夜)光照培養(yǎng)箱中培養(yǎng)，每天10:00更換處理液，保持處理液濃度一致。每24 h統(tǒng)計(jì)一次發(fā)芽數(shù)，第7 天取幼苗測(cè)定進(jìn)行抗氧化酶活性及同工酶電泳。

1.2 測(cè)定指標(biāo)及方法

1.2.1種子萌發(fā)指標(biāo) 萌發(fā)以胚根長(zhǎng)為種子長(zhǎng)的2倍為標(biāo)準(zhǔn)，計(jì)算公式如下：

發(fā)芽率(germination percentage, GP)=(第7 天發(fā)芽種子數(shù)/測(cè)試種子數(shù))×100%[22]
發(fā)芽勢(shì)(germination energy, GE)=(前3 d發(fā)芽種子數(shù)/種子總數(shù))×100%[22]
發(fā)芽指數(shù)(germination index, GI)= ∑(Gt/Dt)[23]

式中：Dt為日發(fā)芽種子數(shù)，Gt為與Dt相應(yīng)的每天的發(fā)芽種子數(shù)。

1.2.2抗氧化酶活性的測(cè)定 酶液提?。悍Q取不同處理的藜麥幼苗0.5 g置于研缽中，加入5 mL 50 mmol·L-1磷酸緩沖液(pH 7.8，內(nèi)含1%聚乙烯吡咯烷酮)冰浴研磨至勻漿，轉(zhuǎn)入10 mL離心管，在4 ℃、10000 r·min-1條件下離心15 min，上清液即為酶液[24]。

超氧化物歧化酶(SOD)活性測(cè)定方法：采用NBT顯色法測(cè)定[25]；過氧化物酶(POD)活性測(cè)定方法：采用愈創(chuàng)木酚氧化法測(cè)定[24]；過氧化氫酶(CAT)活性測(cè)定方法：采用紫外吸收法測(cè)定[25]；谷光甘肽還原酶(GR)的測(cè)定參照Halliwell等[26]的方法。

1.2.3抗氧化酶同工酶電泳 采用垂直不連續(xù)聚丙烯酰胺凝膠電泳。SOD同工酶分離膠質(zhì)量分?jǐn)?shù)為10%，POD和CAT同工酶分離膠質(zhì)量分?jǐn)?shù)為7.5%，GR同工酶分離膠質(zhì)量分?jǐn)?shù)為8%，濃縮膠質(zhì)量分?jǐn)?shù)均為3.75%。濃縮膠和分離膠分別在電壓80和200 V，電流30和45 mA條件下電泳，上樣量均為40 μL。當(dāng)溴酚藍(lán)指示劑移至前沿時(shí)，停止電泳。

將SOD膠塊依次浸于2.45 mmol·L-1NBT(四唑氮藍(lán))中暗染20 min，0.036 mmol·L-1(pH 7.8)PBS(磷酸緩沖液)緩沖液(內(nèi)含28 mmol·L-1TEMED(四甲基乙二胺)，28 μmol·L-1核黃素)中暗染15 min，0.05 mol·L-1(pH 7.0)PBS緩沖液[內(nèi)含0.1 mmol·L-1EDTA(乙二胺四乙酸二鈉)]日光燈下染色20 min[27]。將POD膠塊放入聯(lián)苯胺醋酸染液中染色5～10 min[28]。將CAT膠片放入0.05% H2O2溶液中浸泡10 min，蒸餾水沖洗2～3次，再放入1%氯化高鐵和1%鐵氰化鉀(1∶1)混合液中染色5 min[27]。將GR膠塊放入0.25 mol·L-1(pH 7.8) Tris緩沖液[內(nèi)含0.24 mmol·L-1MTT(噻唑藍(lán))，0.34 mmol·L-12,6-二氯靛酚，0.4 mmol·L-1NADPH(還原型煙酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸)， 3.6 mmol·L-1GSSG( 氧化型谷胱甘肽)]中暗染50 min[29]。

1.3 數(shù)據(jù)分析

利用Microsoft Excel 2010進(jìn)行數(shù)據(jù)整理，SPSS 19.0統(tǒng)計(jì)軟件進(jìn)行方差(Duncan)分析(P<0.05)，Image J及Photoshop軟件對(duì)同工酶圖譜進(jìn)行分析。

2 結(jié)果與分析

2.1 鹽堿脅迫對(duì)藜麥種子萌發(fā)的影響

不同pH的鹽堿脅迫下藜麥種子的累積萌發(fā)率如圖1所示。在A、B、C、D、E 5個(gè)不同的鹽堿環(huán)境中，隨著鹽堿濃度的增加，各組的累積萌發(fā)率均呈下降趨勢(shì)。此外，由A至E，pH值隨堿性鹽所占比例增加而增大，累積萌發(fā)率受鹽組分的影響不大，E處理組pH值最大，但其累積萌發(fā)率變化趨勢(shì)與A處理組相似，大于B、D組，C組的累積萌發(fā)率最低。A、C、E處理組下，鹽濃度大于100 mmol·L-1時(shí)，累積萌發(fā)率分別顯著下降了25.41%、41.83%、36.04%。而D處理組在鹽濃度大于150 mmol·L-1時(shí)累積萌發(fā)率顯著下降。

圖1 不同pH鹽堿脅迫下藜麥種子累積萌發(fā)率Fig.1 Accumulative germination percentages of C. quinoa seeds in salt-alkali mixed stresses at different pH values A, pH=7.43. B, pH=8.81. C, pH=9.10. D, pH=9.64. E, pH=10.43.

如表2所示，不同鹽堿組合的5種鹽溶液處理均引起藜麥種子發(fā)芽率、發(fā)芽勢(shì)、發(fā)芽指數(shù)降低，相同鹽組分下，隨著鹽濃度的增加抑制作用增強(qiáng)。相同鹽濃度下，A、E處理組的發(fā)芽率顯著大于B、C、D處理組，且B、C、D處理組間發(fā)芽率無(wú)顯著差異(P<0.05)，當(dāng)鹽濃度為200 mmol·L-1時(shí)，5處理組發(fā)芽率差異不顯著。在50 mmol·L-1鹽濃度下，A處理組與CK相比發(fā)芽勢(shì)為顯著降低，B、C、D、E處理組發(fā)芽勢(shì)顯著降低；隨著鹽濃度增加，A、D、E處理組間差異逐漸顯著，但B、C處理組間發(fā)芽勢(shì)無(wú)差異。藜麥種子發(fā)芽指數(shù)在50 mmol·L-1鹽濃度下各處理組變化趨勢(shì)與該濃度下發(fā)芽勢(shì)趨勢(shì)一致，當(dāng)鹽濃度大于150 mmol·L-1時(shí)，A、E處理組無(wú)顯著差異。

表2 不同pH鹽堿處理對(duì)藜麥種子萌發(fā)的影響Table 2 Effects of different pH values of salt-alkali concentration on seed germination of quinoa

注：同列不同小寫字母表示在P<0.05水平上差異顯著。

Note: In the same column, values with different small letters mean significant difference atP<0.05 level.

2.2 鹽堿脅迫對(duì)藜麥種子萌發(fā)期SOD活性及其同工酶的影響

由圖2可知， A處理組在濃度為50 mmol·L-1時(shí)SOD活性最大，B處理組SOD活性隨著鹽堿濃度的升高呈先增高后降低趨勢(shì)，且在 100 mmol·L-1時(shí)SOD活性最大。C、D處理組SOD活性均低于CK，且隨著鹽堿濃度的增加SOD活性逐漸降低，當(dāng)濃度為200 mmol·L-1時(shí)，C、D處理SOD活性比CK分別降低了25.53%和20.90%。E處理SOD活性均低于CK，且隨鹽堿濃度增加先增高后降低。由圖3可看出，藜麥SOD同工酶譜帶呈現(xiàn)2條。遷移率為0.753的P2酶帶在鹽堿脅迫后顏色加深，C、D、E處理出現(xiàn)P1酶帶，顏色較P2酶帶淺，說明其表達(dá)量較低。

圖2 鹽堿脅迫對(duì)藜麥種子萌發(fā)期SOD活性的影響Fig.2 Effects of complex saline-alkali stress on SOD activity in quinoa during germination period

圖3 鹽堿脅迫下藜麥種子萌發(fā)期SOD同工酶電泳圖譜的變化Fig.3 Changes of SOD isoenzyme profiles under complex saline-alkali stress treatments 泳道CK為蒸餾水處理；泳道A1～A4為NaCl∶Na2SO4=1∶1處理；泳道B1～B4為NaCl∶Na2SO4∶NaHCO3=1∶2∶1處理；泳道C1～C4為NaCl∶Na2SO4∶NaHCO3∶Na2CO3=1∶9∶9∶1處理；泳道D1～D4 為NaCl∶Na2SO4∶NaHCO3∶Na2CO3=1∶1∶1∶1處理；泳道E1～E4為NaCl∶Na2SO4∶NaHCO3∶Na2CO3=9∶1∶1∶9處理；數(shù)字1～4為50，100，150，200 mmol·L-1鹽堿濃度。下同。按相對(duì)遷移率由大到小排序?yàn)镻1，P2。Lane CK for distilled water; Lane A1-A4 for NaCl∶Na2SO4=1∶1 treatment; Lane B1-B4 for NaCl∶Na2SO4∶NaHCO3=1∶2∶1 treatment; Lane C1-C4 for NaCl∶Na2SO4∶NaHCO3∶Na2CO3=1∶9∶9∶1 treatment; Lane D1-D2 for NaCl∶Na2SO4∶NaHCO3∶Na2CO3=1∶1∶1∶1 treatment; Lane E1-E4 for NaCl∶Na2SO4∶NaHCO3∶Na2CO3=9∶1∶1∶9 treatment. Number 1-4 represent for 50, 100, 150, 200 mmol·L-1 saline-alkali solution concentration. The same below. According to the relative mobility from big to small, the enzyme bands ranked as P1, P2.

2.3 鹽堿脅迫對(duì)藜麥種子萌發(fā)期POD活性及其同工酶的影響

由圖4所示，各混合鹽堿脅迫下POD活性在濃度為50 mmol·L-1時(shí)最大，除C處理。A、B、D、E處理POD活性分別比CK顯著增加了27.20%，49.85%，58.80%和72.00%(P<0.05)，C處理POD活性與CK相比降低了0.02%。當(dāng)鹽堿濃度大于50 mmol·L-1時(shí)，POD活性顯著降低，150和200 mmol·L-1濃度下POD活性無(wú)顯著性差異。由圖5可知，不同鹽堿處理下POD同工酶譜帶存在明顯的差異，POD同工酶共檢測(cè)出7條酶帶。A1、B1、C1、D1、E1泳道POD同工酶表達(dá)量最高，與之對(duì)應(yīng)POD活性也最大。A、B處理組POD酶帶數(shù)較多，出現(xiàn)P4酶帶。C、D、E處理組隨著濃度增加，酶帶表達(dá)量逐漸降低。

2.4 鹽堿脅迫對(duì)藜麥種子萌發(fā)期CAT活性及其同工酶的影響

由圖6可得，混合鹽堿脅迫下藜麥CAT活性隨著鹽堿濃度的增加而降低。當(dāng)濃度為50 mmol·L-1時(shí)，A、B、C、D、E處理CAT活性較CK分別降低了27.46%，0.04%，39.32%，30.17%，26.10%。當(dāng)濃度大于150 mmol·L-1時(shí)，B、C、D、E處理CAT活性與CK相比降低50%以上。由圖7可看出，共檢測(cè)到5條CAT同工酶條帶，與CK相比，A1、B1、C1、D1、E1處理酶帶表達(dá)增強(qiáng)，A2、A3、C2、C3、D2、D3、E2、E3處理酶帶表達(dá)被抑制。A2、A3、A4、B2處理下出現(xiàn)P3酶帶，E1處理出現(xiàn)P1酶帶。

圖4 鹽堿脅迫對(duì)藜麥種子萌發(fā)期POD活性的影響Fig.4 Effects of complex saline-alkali stress on POD activity in quinoa during germination period

圖5 鹽堿脅迫下藜麥種子萌發(fā)期POD同工酶電泳圖譜的變化Fig.5 Changes of POD isoenzyme profiles under complex saline-alkali stress treatments 按相對(duì)遷移率由大到小排序?yàn)镻1，P2，P3，P4，P5，P6，P7。According to the relative mobility from big to small, the enzyme bands ranked as P1, P2, P3, P4, P5, P6, P7.

圖6 鹽堿脅迫對(duì)藜麥種子萌發(fā)期CAT活性的影響Fig.6 Effects of complex saline-alkali stress on CAT activity in quinoa during germination period

2.5 鹽堿脅迫對(duì)藜麥種子萌發(fā)期GR活性及其同工酶的影響

由圖8可以看出，各處理組GR活性均隨著鹽堿濃度的增加呈先升高后降低的變化趨勢(shì)。與CK相比，A、B處理組各濃度下GR活性均顯著高于CK(P<0.05)，A處理組在鹽堿濃度為50 mmol·L-1時(shí)活性最大，B處理組在鹽堿濃度為100 mmol·L-1時(shí)活性最大。C、D、E處理組在鹽堿濃度為50 mmol·L-1時(shí)GR活性最大，分別比CK提高了31.25%，19.58%和31.25%，鹽堿濃度為200 mmol·L-1時(shí)GR活性比CK分別降低了44.58%，23.00%和27.08%。從圖9可知，在種子萌發(fā)期檢測(cè)到3條GR同工酶條帶，遷移率分別為0.535，0.434和0.292。與CK相比， P2條帶在A1、B1、C1、D1、E1處理下表達(dá)均受到抑制。A、C處理組隨著鹽堿濃度的增加P1和P3酶帶的表達(dá)量增加，B、D、E處理組隨著鹽堿濃度的增加P1酶帶的表達(dá)受到抑制。結(jié)果說明低濃度的鹽堿脅迫能提高GR活性，堿性鹽含量的增加會(huì)引起GR活性降低。

圖8 鹽堿脅迫對(duì)藜麥種子萌發(fā)期GR活性的影響Fig.8 Effects of complex saline-alkali stress on GR activity in quinoa during germination period

圖9 鹽堿脅迫下藜麥種子萌發(fā)期GR同工酶電泳圖譜的變化Fig.9 Changes of GR isoenzyme profiles under complex saline-alkali stress treatments 按相對(duì)遷移率由大到小排序?yàn)镻1，P2，P3。According to the relative mobility from big to small, the enzyme bands ranked as P1, P2, P3.

3 討論

3.1 鹽堿脅迫對(duì)藜麥種子萌發(fā)的影響

種子萌發(fā)是植物對(duì)鹽脅迫最敏感的時(shí)期，而生活在鹽漬環(huán)境中的植物是否能夠萌發(fā)出苗，是植株在鹽堿條件下生長(zhǎng)發(fā)育的前提[30]。本研究發(fā)現(xiàn)，藜麥種子的累積萌發(fā)率，發(fā)芽率，發(fā)芽勢(shì)及發(fā)芽指數(shù)在同一鹽組分條件下，隨著鹽濃度的增高均降低；在鹽濃度相同條件下，藜麥種子的萌發(fā)率因鹽組分的不同表現(xiàn)出差異性。在本試驗(yàn)中，Na2SO4和NaHCO3的含量對(duì)藜麥種子萌發(fā)影響較大，這與張勇等[31]對(duì)鹽堿脅迫紅芪(Hedysarumpolybotrys)種子萌發(fā)的研究結(jié)果不同，造成這一現(xiàn)象的可能原因是混合鹽堿脅迫下多離子共同作用與單鹽脅迫對(duì)種子萌發(fā)的調(diào)控機(jī)制不同。劉文瑜等[11]和楊宏偉等[12]研究表明，在小于300 mmol·L-1NaCl脅迫下藜麥種子的萌發(fā)率均達(dá)到65.36%，而本試驗(yàn)中，當(dāng)A處理組鹽濃度大于150 mmol·L-1，B、C、D、E處理組鹽濃度大于100 mmol·L-1時(shí)，藜麥種子的萌發(fā)率就會(huì)低于50%。這表明，混合鹽堿脅迫對(duì)藜麥種子萌發(fā)的影響比單鹽脅迫更嚴(yán)重。古麗內(nèi)兒·亞森等[21]研究表明，灰綠藜種子萌發(fā)率隨pH值增加而減少，本研究發(fā)現(xiàn)，鹽濃度是決定藜麥種子萌發(fā)的主要因素，鹽組分對(duì)藜麥種子萌發(fā)影響次之，這可能是由于不同植物在種子階段適應(yīng)自然生境的能力不同。

3.2 鹽堿脅迫對(duì)藜麥種子早期幼苗抗氧化酶活性的影響

超氧化物歧化酶(SOD)、過氧化物酶(POD)、過氧化氫酶(CAT)、谷胱甘肽還原酶(GR)作為植物體內(nèi)的活性氧(ROS)清除劑，在植物抗逆響應(yīng)過程扮演重要的保護(hù)作用[32]。SOD作為膜保護(hù)的首道防線，它能清除超氧陰離子(O2-·)，轉(zhuǎn)變成氧化能力極強(qiáng)的羥自由基(·OH)[22]。本試驗(yàn)中，A和B鹽組分下SOD活性無(wú)明顯變化，這可能由于藜麥對(duì)中性鹽具有一定耐受性，無(wú)須通過SOD活性提高降低氧化損傷；C、D和E鹽組分下SOD活性降低，說明堿性鹽條件下藜麥抗氧化酶系統(tǒng)中SOD不是主要抗氧化酶。SOD催化產(chǎn)生的H2O2會(huì)被POD和CAT轉(zhuǎn)化為H2O和O2[22]。本試驗(yàn)結(jié)果表明，50 mmol·L-1鹽堿脅迫下POD活性高于CK，表明藜麥一定程度上可通過提高POD活性清除H2O2。隨著鹽濃度和堿性鹽比例增加，POD和CAT活性降低，降低原因可能是由于積累了大量ROS，使細(xì)胞膜結(jié)構(gòu)及穩(wěn)定性破壞進(jìn)而影響正常代謝活動(dòng)。當(dāng)鹽濃度在大于100 mmol·L-1的相同鹽濃度下，CAT活性幾乎均高于POD活性，說明低濃度時(shí)主要依靠POD，高濃時(shí)依靠CAT和POD共同作用。GR是抗壞血酸-谷胱甘肽(AsA-GSH)循環(huán)關(guān)鍵酶，在維持還原型谷胱甘肽高于氧化型谷胱甘肽含量方面有重要的作用，促進(jìn)植物體內(nèi)主要的抗氧化劑抗壞血酸(ASA)的再生[33-34]。在本試驗(yàn)中，不同處理組GR活性不同，50 mmol·L-1的鹽濃度GR活性最高，隨著鹽濃度增加，GR活性先增加后降低。這與白健惠[35]鹽堿脅迫對(duì)燕麥(Avenasativa)生理特性影響的研究結(jié)果一致。

3.3 鹽堿脅迫對(duì)藜麥種子早期幼苗抗氧化酶同工酶表達(dá)的影響

同工酶是植物體內(nèi)最活躍的酶之一，可通過酶譜直接判斷基因的存在及表達(dá)[36]。逆境常引起基因變異而使酶結(jié)構(gòu)及其活性發(fā)生變化，而導(dǎo)致同工酶酶譜發(fā)生變化[37]。本試驗(yàn)結(jié)果表明：鹽堿脅迫下藜麥種子萌發(fā)期SOD同工酶在鹽堿脅迫下表達(dá)增強(qiáng)，且隨著鹽濃度的增加呈增強(qiáng)的變化趨勢(shì)。多種因素會(huì)影響POD同工酶的表達(dá)，其編碼基因由一類超級(jí)基因家族的Px基因組成[38]。本試驗(yàn)中，藜麥種子萌發(fā)期共呈現(xiàn)了7個(gè)POD同工酶位點(diǎn)，50 mmol·L-1鹽濃度迫后每個(gè)位點(diǎn)的表達(dá)活性增加，之后隨著鹽濃度的增加表達(dá)活性降低，但同工酶位點(diǎn)數(shù)增加。說明鹽堿脅迫下基因的表達(dá)受鹽濃度的影響，高濃度的鹽脅迫下藜麥種子萌發(fā)期部分基因轉(zhuǎn)錄、表達(dá)水平降低。這與孫靜等[39]的研究結(jié)果一致。CAT同工酶的表達(dá)與植物的脅迫適應(yīng)能力有密切關(guān)系，藜麥種子萌發(fā)期CAT同工酶的表達(dá)與鹽濃度的關(guān)系與POD同工酶相似。前人的研究表明，GR同工酶的組成會(huì)受熱激[40]鹽[41]、干旱、鎘脅迫[42]的影響，本研究中大于100 mmol·L-1的鹽濃度脅迫下會(huì)誘導(dǎo)1個(gè)新的GR同工酶位點(diǎn)的表達(dá)。

4 結(jié)論

綜上所述，鹽濃度和鹽組分均抑制藜麥種子萌發(fā)，且鹽濃度的抑制效應(yīng)大于鹽組分，堿性鹽的抑制作用強(qiáng)于中性鹽。GR為藜麥抵御鹽害的關(guān)鍵酶，50 mmol·L-1的鹽堿濃度下藜麥通過抗氧化酶活性的增加抵御鹽害，100～200 mmol·L-1鹽濃度下，POD和CAT活性顯著下降，說明50 mmol·L-1鹽堿濃度為藜麥的耐鹽堿閾值。