張奮搏，胡世成，謝惠春，焦迎春*

1(青海大學 農牧學院，青海 西寧，810016)2(青海省青藏高原藥用動物資源重點實驗室，青海 西寧，810008)

柴達木大肥菇[Agaricusbitorquis(Quél.) Sacc.]是生長于青藏高原柴達木盆地的一種大型野生食用真菌[1]，具有高蛋白、低脂肪、高纖維和維生素及礦物質豐富等特點，同時含有豐富的多糖、三萜、酚酸等活性成分，其中多糖是柴達木大肥菇中一類具有多種生理功效的活性物質[2]。研究者發(fā)現食用菌多糖可以改善脂質代謝，保護胰島免受傷害[3]，并且還具有抗氧化、降血糖和調節(jié)免疫[4]等益生功效。同時，課題組前期的研究表明在柴達木大肥菇的3種多糖中，胞內多糖(intercellular polysaccharides，IPS)相比于胞外多糖及子實體多糖，具有更好的抗氧化、抗疲勞作用[5]，是3種多糖中作為益生元進行功能性食品開發(fā)的最佳選擇。

多糖是一種廣泛存在于自然界中的重要活性成分，不能被人體的唾液、食道、胃液、腸液消化，但可以借助腸道中的微生物發(fā)酵將其分解和利用[6]，難消化多糖經由特定微生物酵解能夠產生短鏈脂肪酸和其他代謝產物，研究發(fā)現短鏈脂肪酸對于人體有很好的益生作用，如維持水電解質的平衡、為人體供能、保護腸黏膜的屏障，此外，研究表明，多糖能夠影響腸道微生物菌群結構，維護菌群穩(wěn)態(tài)，增加有益微生物和減少有害微生物，對于肥胖、痔瘡、直腸癌、結腸癌等慢性疾病都展現出較好的預防效果[7]。目前，多糖的腸道微生物酵解特征的研究多以體外模擬的方式開展，取得了較好的成效。KONG等[8]發(fā)現，腸道菌群酵解海藻滸苔和海帶的硫化酸多糖后，發(fā)酵體系的pH降低，短鏈脂肪酸的含量均顯著增加，且有調節(jié)菌群結構的效果，益生菌均顯著高于對照組。CHEN等[9]的研究表明，茶樹花多糖(tea flower polysaccharide，TFPS)可以被人體糞便微生物水解成一些分子質量較小的片段，但不能在唾液、胃液、小腸液中被消化。同時，發(fā)酵體系的pH降低，短鏈脂肪酸的產量顯著提高。此外，TFPS的發(fā)酵產物也促進了益菌群的生長。

針對柴達木大肥菇的研究，目前已經完成了菌種馴化、成分分析、多糖提取工藝優(yōu)化、多糖抗缺氧及抗疲勞作用探究，但尚未見針對IPS的活性功能對人體的影響開展研究。本實驗以柴達木大肥菇IPS為研究對象，通過構建體外模型，測定并分析酵解過程中多糖含量、pH值、單糖和短鏈脂肪酸組成及含量的動態(tài)變化，研究多糖酵解前后，腸道菌群的消化特征差異，為在功能性食品工業(yè)中將柴達木大肥菇IPS開發(fā)成益生元提供科學依據和數據支持，也為青海高原地區(qū)這一獨具特色的食用真菌活性成分開發(fā)提供思路和理論基礎。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

柴達木大肥菇菌種，青海大學食品科學與工程實驗室保藏菌種；柴達木大肥菇IPS，青海大學食品科學與工程實驗室自行制備。

短鏈脂肪酸標準品(色譜純)、單糖標準品(色譜純)、半乳糖醛酸標準品(色譜純)、葡萄糖醛酸標準品(色譜純)、無水葡萄糖標準品、胰蛋白胨、蛋白胨、可溶性淀粉、酵母浸提物、果膠、酪蛋白、刃天青、吐溫-80、爾膠、半胱氨酸、膽酸鹽、黏蛋白，美國Sigma公司。

1.2 儀器與設備

SPD-20AV液相色譜、GC-2030氣相色譜，日本島津公司；YQX-Ⅱ厭氧培養(yǎng)箱，上海新苗醫(yī)療器械制造公司；722 N紫外可見分光光度計，上海佑科儀器儀表公司；THZ-103B恒溫振蕩培養(yǎng)箱，上海一恒科技公司；SB-3200TDT超聲波清洗機，寧波新芝生物科技公司。

1.3 實驗方法

1.3.1 多糖的制備

將柴達木大肥菇菌絲體與蒸餾水按料液比1∶10(g∶mL)混合，在溫度50 ℃、超聲輔助提取10 min的條件下重復多次提取多糖?；旌隙啻翁崛〉亩嗵侨芤?，用苯酚硫酸法測定其濃度。于水溫60 ℃，轉速65 r/min在旋轉蒸發(fā)儀中濃縮至目標體積，收集多糖濃縮液，在潔凈工作臺中，用一次性針筒及0.2 μm濾膜進行無菌過濾。

1.3.2 D-PBS溶液及培養(yǎng)基的配制

D-PBS溶液：0.8 g NaCl，0.02 g KCl，0.115 g Na2HPO4和0.02 g KH2PO4，用蒸餾水定容于100 mL。D-PBS在121 ℃下滅菌30 min，備用。

發(fā)酵培養(yǎng)基：根據張冠亞[10]的方法稍作修改：0.175 g胰蛋白胨，0.175 g蛋白胨，0.175 g可溶性淀粉，0.157 5 g酵母浸提物，0.157 5 g NaCl，0.157 5 g KCl，0.07 g 果膠，0.105 g酪蛋白，0.14 g黏蛋白，0.052 5 g NaHCO3，0.003 15 g MgSO4·H2O，0.035 g 爾膠，0.028 gL-半胱氨酸，0.017 5 g KH2PO4，0.017 5 g K2HPO4，0.014 g膽酸鹽，0.002 8 g CaCl2，0.000 175 g FeSO4·7H2O，0.14 mL 0.25 g/L刃天青和0.035 mL吐溫-80用蒸餾水定容于35 mL。培養(yǎng)基在121 ℃下滅菌30 min，以備使用。

1.3.3 多糖體外酵解

根據姚思雯等[11]的方法稍作改進：收集健康幼齡兒童(3～5歲)的糞便樣品，標準為：近1個月內未使用過抗生素、益生菌等促進胃腸動力藥物，正常攝入飲食，無腸道疾病的幾素；并且與家屬簽署知情同意書。在厭氧工作站中進行實驗操作，將糞便樣品和10%(體積分數)D-PBS溶液，攪拌制成為20%(質量分數)的固液混合物，紗布過濾，收集濾液，備用。將1 mL 多糖溶液(20 mg/mL)與2 mL糞便濾液、2 mL發(fā)酵培養(yǎng)基加入到厭氧培養(yǎng)管中，封管后置于37 ℃、160 r/min恒溫搖床中進行酵解培養(yǎng)并在酵解0、1、2、4、6、12、24、48 h后依次取出相應時間點的厭氧管。將厭氧培養(yǎng)管迅速進行冰浴20 min,終止酵解反應。空白對照組與上述步驟一致，僅將多糖溶液替換成無菌水。

1.3.4 多糖含量的測定

1.3.4.1 多糖標準曲線的繪制

采用苯酚-硫酸法[12]：將葡萄糖標準品烘干至恒重，準確稱取0.01 g并溶于蒸餾水中配制成0.1 mg/mL標準溶液。吸取標液0.2、0.4、0.6、0.8、1.0、1.2、1.4 mL各補水至2.0 mL，依次添加6%(體積分數)的苯酚試劑0.5 mL和濃硫酸5.0 mL，搖勻，靜置20 min，空白對照僅將標液替換成蒸餾水，其余步驟與上述操作相同，于490 nm處測OD值。繪制葡萄糖標準曲線，得回歸方程為：y=31.918x+0.056 9(R2=0.998 2)。

1.3.4.2 樣品吸光值的測定

取酵解上清液10 μL，加入390 μL蒸餾水進行稀釋，另吸取20 μL稀釋液，補水至1 mL,依次加入0.25 mL 6%苯酚、0.25 mL濃硫酸，混勻，靜置20 min，于490 nm下檢測其OD值,根據標準曲線及稀釋倍數計算含量。

1.3.5 單糖及醛酸組成及含量的測定

1.3.5.1 多糖的衍生化處理

取酵解上清液200 μL，依次加入0.3 mol/L 氫氧化鈉、200 μL 0.5 mol/L 1-苯基-3-甲基-5-吡唑酮-甲醇溶液200 μL，混勻，在70 ℃下水浴100 min，冷卻至室溫，再加入0.3 mol/L鹽酸 200 μL，混勻，用1 mL 氯仿萃取1次，在8 000 r/min條件下離心10 min，抽取水相。

1.3.5.2 液相色譜條件

色譜柱型號為C18(4.6 mm×250 mm，5.00 mm)，流動相為0.1 mol/L的磷酸緩沖液(pH 6.92)-乙腈(體積比80∶20),流速為1 mL/min，檢測器為UVD，柱溫箱和檢測器的溫度均為35 ℃，進樣量為5 μL。

1.3.5.3 單糖及醛酸標準曲線的繪制

精確稱取半乳糖醛酸、阿拉伯糖、葡萄糖醛酸各0.01 g，溶于10 mL超純水中，使其終質量濃度均為1.00 mg/mL；精確稱取葡萄糖、甘露糖0.02 g，溶于10 mL超純水中，配制成2 mg/mL單糖標準液；將2次標準液混合，按照0.1、0.2、0.3、0.4、0.5 μL的上樣量進行液相色譜測定，根據測定結果分別以單糖含量、峰面積為橫縱坐標，作標準曲線，得各單糖及醛酸的回歸方程，如表1所示。

表1 標準溶液中各單糖及醛酸的回歸方程Table 1 regression equation of monosaccharide and aldehyde acid in standard solution

1.3.6 短鏈脂肪酸組成及含量的測定

1.3.6.1 氣相色譜條件

參考RODRIGUES等[13]的方法稍作改進，色譜柱為WAX，流動相為高純度氮，檢測器為火焰離子檢測器，檢測器溫度和進樣口溫度均為240 ℃，分流比1∶10，氫氣流量30 mL/min，空氣流量300 mL/min，進樣量0.2 μL。升溫程序：初始溫度100 ℃，持續(xù)0.5 min，再升溫至180 ℃，升溫速度為4 ℃/min。

1.3.6.2 短鏈脂肪酸標準曲線的繪制

將短鏈脂肪酸混標按照0.1、0.2、0.3、0.4、0.5 μL 上樣量進行氣相色譜測定，根據測定結果以及產品中附帶的短鏈脂肪酸濃度表計算短鏈脂肪酸含量，以短鏈脂肪酸含量、峰面積為橫縱坐標，做標準曲線，得各短鏈脂肪酸的回歸方程，如表2所示。

表2 標準溶液中各短鏈脂肪酸的回歸方程Table 2 regression equation of each short-chain fatty acid in standard solution

1.3.7 pH的測定

將經過不同培養(yǎng)時間的實驗組和對照組的酵解產物在9 200 r/min條件下離心15 min,取酵解上清液，用pH計重復測定3次。

1.4 數據分析

通過SPSS 23.0處理數據及其標準差；使用Origin(2018 C)軟件制作數據圖；差異顯著水平為P<0.05;數據書寫格式為：平均值±標準差。

2 結果與分析

2.1 酵解過程中多糖含量變化

多糖是一類天然高分子聚合物，在人體的消化過程中，由于人體自身缺乏碳水化合物活性酶，大部分的植物多糖經過酶解后只降低了分子質量，并不產生游離單糖，而在腸道菌群的共同作用下可以將多糖降解并產生一系列酵解產物[14]。如圖1所示，隨著酵解時間的延長，多糖含量呈現持續(xù)下降的趨勢，酵解4～6 h時，多糖含量顯著下降(P<0.05)。在體外酵解0～4 h時，多糖含量降幅緩慢，酵解4 h后，IPS殘量為(2.36～0.16)mg/mL，相較于初始值下降了30.38%；酵解4～12 h時，多糖的降解速率迅速加快，酵解12 h后，IPS已被微生物菌群完全消耗。據文獻報道，腸道菌群對于不同多糖的消耗率各不相同，XUE等[15]研究的香菇多糖在體外酵解24 h后碳水化合物的消耗率為100.00%；LIU等[16]研究發(fā)現，長根奧德蘑多糖在體外酵解24 h后碳水化合物的消耗率為56.39%，本實驗中的IPS僅在體外酵解12 h后消耗率已達到100.00%，表明IPS有良好的消化性，能夠被菌群充分降解，快速發(fā)揮益生功效。

圖1 不同酵解時間多糖的含量變化Fig.1 Changes of IPS content in different fermentation time

2.2 酵解過程中單糖及醛酸組成及含量變化

2.2.1 酵解過程中單糖及醛酸總量變化

在微生物群落的酵解作用下，多糖部分糖苷鍵發(fā)生斷裂，導致在酵解的初期階段寡糖及糖醛酸含量的增加，隨著發(fā)酵時間的延長，產生的寡糖及糖醛酸又會被微生物群落作為生長發(fā)育的底物消耗，因此在發(fā)酵后期寡糖及糖醛酸的含量逐漸減少。如圖2所示，隨著酵解時間的延長，實驗組和對照組的單糖及醛酸含量都呈現先升高后降低趨勢，且實驗組與對照組之間差異顯著(P<0.05)。體外酵解1 h時，單糖及醛酸總量迅速上升，達到(37.71±1.54) μg/mL，是對照組的1.45倍，酵解1 h后，單糖及醛酸總量的上升速率開始降低；在體外酵解6 h時，總量達到最大值(53.21±1.11)μg/mL，相較于酵解1 h增加了41.10%，是對照組最大值的1.46倍；體外酵解6 h后，單糖及醛酸總量呈下降趨勢，酵解48 h時，單糖及醛酸總量降低了99.40%，最終降至(0.32±0.03)μg/mL。MAO等[17]的研究表明冬蟲夏草胞外多糖酵解液中單糖含量隨著酵解時間的延長先升高后降低，與本實驗結果一致。

圖2 不同酵解時間單糖及醛酸的總量變化Fig.2 Changes of total amount of monosaccharide and uronic acid with different fermentation time注：不同字母表示具有顯著性差異(P<0.05)(下同)

結果表明，柴達木大肥菇IPS可以作為被腸道菌群利用的碳源，在體外發(fā)酵過程中，腸道菌群不斷利用IPS將其分解為單糖及醛酸以滿足自身的生長發(fā)育及繁殖的需要。

2.2.2 酵解過程中單糖及醛酸組成變化

隨著酵解時間的延長，甘露糖、葡萄糖醛酸(圖3-A、圖3-B)的含量都呈先升高后降低的趨勢，在酵解24 h時出現組間差異最大值；半乳糖醛酸(圖3-C)的含量呈先升高后降低的趨勢，在酵解2 h時出現組間差異最大值；葡萄糖(圖3-D)的含量呈先升高后降低的趨勢，在酵解6 h時出現組間差異最大值；阿拉伯糖(圖3-E)的含量呈持續(xù)下降的趨勢，在酵解1 h時出現組間差異最大值。

A-甘露糖;B-葡萄糖醛酸;C-半乳糖醛酸;D-葡萄糖;E-阿拉伯糖圖3 不同酵解時間各單糖及醛酸的含量及組間差異變化Fig.3 The contents of monosaccharide and uronic acid and the difference between groups at different time of fermentation注：組間差異變化表示以酵解1 h組間差值為基準的相對差異變化

由圖4所示，在體外酵解1 h時，發(fā)酵體系中的單糖和醛酸組成為：葡萄糖93.23%、甘露糖2.20%、葡萄糖醛酸1.87%、半乳糖醛酸1.85%、阿拉伯糖0.85%，與對照組相比均差異顯著(P<0.05)；在體外酵解2～24 h時，發(fā)酵體系中葡萄糖和阿拉伯糖含量一直呈下降趨勢，甘露糖、葡萄糖醛酸和半乳糖醛酸含量一直呈上升趨勢，且與對照組相比均差異顯著(P<0.05)；在體外酵解24 h時，單糖和醛酸的剩余總量為(4.06±0.19)μg/mL，相較于6 h下降了92.37%，發(fā)酵體系中的單糖和醛酸組成為：葡萄糖4.68%、甘露糖72.66%、葡萄糖醛酸17.00%、半乳糖醛酸5.66%，與對照組相比差異顯著(P<0.05)。

圖4 不同酵解時間單糖及醛酸的相對含量變化Fig.4 Relative content changes of monosaccharide and uronic acid at different fermentation time

分析各種單糖及醛酸的相對含量變化情況可知，隨著發(fā)酵時間的延長，葡萄糖和阿拉伯糖的相對含量持續(xù)降低，而甘露糖、葡萄糖醛酸的相對含量呈上升趨勢。葡萄糖相對含量下降最顯著,從93.23%降至4.68%，阿拉伯糖在體外發(fā)酵2 h后已無法被檢測到，表明在發(fā)酵過程中葡萄糖及阿拉伯糖更容易被腸道菌群吸收利用。甘露糖、葡萄糖醛酸含量占比持續(xù)升高的原因可能與這2種單糖在胞內多糖中的物理構象有關，導致菌群無法迅速將其降解利用。此外，在酵解1～24 h過程中，甘露糖能夠保持相對含量的持續(xù)上升,表明IPS中的甘露糖可以在菌群中保持較長的時間，能夠發(fā)揮能持久的功效，其中D-甘露糖具有抑制腫瘤、抗炎、治療細菌性尿道感染等功效，在未來研究中可以將甘露糖開發(fā)作為胞內多糖成分開發(fā)的一個重點。

2.3 酵解過程中短鏈脂肪酸組成及含量變化

2.3.1 酵解過程中短鏈脂肪短總量變化

如圖5所示，隨著酵解時間的延長，實驗組的短鏈脂肪總量始終呈上升趨勢，對照組總量呈先上升后降低的趨勢，且實驗組脂肪酸總量始終顯著高于對照組(P<0.05)。初始時(0 h)實驗組的短鏈脂肪酸總量為(1.21±0.02) mmol/L，是對照組的1.49倍；在體外酵解6 h時，短鏈脂肪酸總量不斷上升，相較于初始值增加了90.91%，是對照組的1.71倍；在體外酵解12 h時，短鏈脂肪酸總量顯著提升，增加了1.18倍，是對照組的2.78倍；在體外酵解24 h時，短鏈脂肪酸總量上升速率開始降低，增加了25.84%，是對照組的3.96倍；在體外酵解48 h時，短鏈脂肪酸總量達到(7.54±0.10) mmol/L，增加了19.12%，是對照組的5.24倍。

圖5 不同酵解時間短鏈脂肪酸總量變化Fig.5 Changes in total content of short-chain fatty acids in fermentation broth at different times

綜上可知，實驗組的短鏈脂肪酸總量不斷增加，這與白靈菇多糖[18]相關的研究結果一致，此結果表明腸道菌群利用了IPS降解后的各種單糖及醛酸，并且產生了相應的酵解產物——短鏈脂肪酸。對照組的短鏈脂肪酸總量在12 h后出現下降的趨勢，可能是因為腸道菌群在消耗完對照組中少量的間接糖源后，又將產生的酵解產物作為能源攝取，以滿足自身生存的需求。

2.3.2 酵解過程中短鏈脂肪酸組成變化

隨著酵解時間的延長，乙酸、異丁酸、異戊酸(圖6-A、圖6-C、圖6-E)的含量都呈持續(xù)上升的趨勢，在酵解48 h時出現組間差異最大值；丙酸、正戊酸(圖6-B、圖6-F)的含量都呈持續(xù)上升趨勢，在酵解24 h時出現組間差異最大值，正丁酸(圖6-D)的含量呈持續(xù)上升的趨勢，在酵解12 h時出現組間差異最大值。

A-乙酸；B-丙酸；C-異丁酸；D-正丁酸；E-異戊酸；F-正戊酸圖6 不同酵解時間各短鏈脂肪酸的含量及組間差異變化Fig.6 The contents of short-chain fatty acids and the difference between groups at different fermentation time注：組間差異變化表示以酵解0 h組間差值為基準的相對差異變化

如圖7所示，在初始時，實驗組的短鏈脂肪酸總量為(1.21±0.02) mmol/L，其中占比依次為:乙酸71.90%、丙酸10.74%、異丁酸3.31%、正丁酸4.96%、異戊酸5.79%、戊酸3.30%；多糖在體外酵解6 h時，短鏈脂肪酸總量為(2.31±0.03) mmol/L，其中占比依次為:乙酸64.50%、丙酸11.70%、異丁酸3.46%、正丁酸11.69%、異戊酸5.19%、戊酸3.46%；多糖在體外酵解12 h時，短鏈脂肪酸總量為(5.04±0.20)mmol/L，其中占比依次為:乙酸81.51%、丙酸6.17%、異丁酸1.99%、正丁酸6.16%、異戊酸2.58%、戊酸1.59%；多糖在體外酵解24 h時，短鏈脂肪酸總量為(6.34±0.20) mmol/L，其中占比依次為:乙酸83.52%、丙酸5.52%、異丁酸1.81%、正丁酸5.44%、異戊酸2.21%、戊酸1.50%；多糖在體外酵解48 h時，短鏈脂肪酸總量達到最高值為(7.54±0.10) mmol/L，其中占比依次為:乙酸84.35%、丙酸5.04%、異丁酸1.86%、正丁酸4.91%、異戊酸2.12%、戊酸1.72%。

圖7 不同酵解時間短鏈脂肪酸的相對含量變化Fig.7 Relative content changes of short-chain fatty acids with different fermentation times

綜上可知，發(fā)酵產物中的短鏈脂肪酸，含量從高到低依次是乙酸>丙酸>正丁酸>異戊酸>異丁酸>正戊酸。在發(fā)酵初始時間(0 h)，實驗組中部分單個短鏈脂肪酸與對照組無顯著差異，如正丁酸、異丁酸，但在多糖發(fā)酵48 h時，實驗組全部短鏈脂肪酸都顯著高于空白對照組，這個結果進一步表明IPS外模擬消化的過程中，可以被腸道菌群酵解并產生豐富的短鏈脂肪酸。短鏈脂肪酸可以抑制腸道炎癥、調節(jié)免疫系統(tǒng)[19]、維護腸道上層屏障完整性[20]、抑菌[21]等多種功效，是對人體十分健康的代謝產物。此外還有文獻報道乙酸可以參與肝臟代謝并作為周邊組織的能源[22]。丁酸和丙酸具有抗炎、抑制癌癥功效，被部分研究人員認定為組蛋白去乙?；敢种苿23]。

2.4 酵解過程中pH變化

如圖8所示，酵解體系中的pH隨著酵解時間的延長逐漸降低，實驗組和對照組初始pH存在顯著差異(P<0.05)，可能是因為濃縮多糖溶液的過程中采用了旋蒸的方式產生了游離H+導致實驗組的初始pH值呈弱酸性。體外酵解(0±24 h)時，實驗組的pH值持續(xù)降低，從6.21±0.01降到3.56±0.01，酵解24 h后， pH值不再下降，穩(wěn)定在3.56±0.01。體外酵解1～12 h時，對照組的pH值呈下降趨勢，從6.98±0.01降到4.65±0.01，酵解12 h后，pH值開始上升，上升趨勢一直持續(xù)至48 h，最終上升至5.89±0.01。對照組在體外酵解12 h后pH值出現了上升的趨勢，推測是24 h后對照組總短鏈脂肪酸含量下降導致的。本實驗結果與黃菊青等[24]報道的竹菇多糖在發(fā)酵過程中降低了酵解體系中的pH結果相似。

圖8 不同酵解時間酵解體系中的pH的變化Fig.8 Changes of pH in the fermentation system with different fermentation time

綜上可知，實驗組和對照組的pH值具有顯著性差異(P<0.05)，且實驗組的pH值始終低于對照組，表明IPS的添加有助于酵解液產生更多的H+，有報道稱腸道中的pH值降低有利于抑制有害菌的定植，避免腸道異常障礙[25]。此外，IPS在發(fā)酵24 h后，發(fā)酵體系中的pH并未持續(xù)下降，而是保持穩(wěn)定，這表明IPS在腸道菌群的發(fā)酵過程中，有利于降低有害菌數量，并維持菌群結構的穩(wěn)態(tài)。

3 結論與討論

在借助幼齡人群的腸道菌群構建的體外模型中，IPS被微生物群落降解后共產生5種單糖及醛酸：葡萄糖、甘露糖、葡萄糖醛酸、半乳糖醛酸和阿拉伯糖。而MAO等[17]的研究表明，冬蟲夏草胞外多糖經微生物群落降解產生的單糖為甘露糖、葡萄糖、半乳糖和果糖，與本文結果相比，冬蟲夏草胞外多糖在降解后并未產生任何糖醛酸，可能是IPS與胞外多糖在分子質量和空間結構上的差異，或是原材料生長的海拔、氣候不同影響多糖的化學組分存在差異，導致腸道菌群在降解多糖后產生的單糖組成不同。此外，各單糖及醛酸被微生物利用的先后順序也存在差異。在本文中，葡萄糖與阿拉伯糖的相對含量隨酵解時間的延長顯著降低，表明在酵解過程中，生物群落更傾向于將葡萄糖及阿拉伯糖作為主要碳源，而冬蟲夏草胞外多糖的體外酵解結果表明，微生物群落更傾向于將葡萄糖及半乳糖作為主要碳源，劉孟洋[26]的研究表明，繡球菌多糖在體外酵解過程中，微生物群落主要將降解產生的葡萄糖與甘露糖作為能源物質，這可能是單糖在多糖中的空間位置不同導致的。

隨著酵解時間的延長，單糖及醛酸逐漸被腸道菌群消耗并產生了豐富的短鏈脂肪酸，在本文中，乙酸、丙酸、異丁酸、正丁酸、異戊酸和正戊酸的含量都隨著酵解時間的延長持續(xù)上升，但相比于其他短鏈脂肪酸，乙酸的含量最高且與對照組相比差異最顯著，而YU等[27]的研究顯示，云芝多糖經過體外酵解產生的各種短鏈脂肪酸中，丙酸的含量最高，乙酸含量其次。對比單糖組成的結果發(fā)現；IPS被微生物群落降解后產生了單糖、葡萄糖醛酸及半乳糖醛酸，在云芝多糖的單糖組成中沒有任何糖醛酸，而黑靈芝多糖的單糖組成中同樣含有半乳糖醛酸，且其短鏈脂肪酸含量組成與本文相似，因此可能是糖醛酸的存在導致多糖酵解過程中乙酸含量的增加。此外，KOH[28]等報道稱，不同的菌屬利用不同的途徑合成乙酸，如嗜粘阿克曼氏菌，擬桿菌屬、戲歧桿菌屬、普雷沃菌屬、瘤胃球菌屬等可通過乙酰輔酶α途徑合成乙酸，白僵菌、梭狀芽孢桿菌、鏈球菌可通過wood-Ljungdahl通路合成乙酸，所以也可能是因IPS有利于上述菌屬的生長發(fā)育，使其代謝活躍導致乙酸的大量合成。

綜上，可知柴達木大肥菇IPS可以充分被幼齡人群腸道菌群利用，并且相較于其他食用菌多糖及藻類多糖具有獨特的酵解特征，碳水化合物消耗率在酵解12 h便能達到100%，說明柴達木大肥菇IPS具有較好的消化作用，并且通過酵解可產生大量對人體有利的短鏈脂肪酸，具有較好的益生作用，但柴達木大肥菇IPS在體內是否具有這樣的酵解特征還有待進一步研究，后續(xù)可以通過靈長類動物實驗或采用更加貼近人體腸道復雜情況的體外模型進行考證，并結合微生物群落的基因測序數據以及酵解產物的代謝組學數據更深入地探究柴達木大肥菇IPS與腸道菌群之間的相互聯(lián)系。