靈桿菌非特異性核酸酶的原核表達、純化及活性分析

陳鵬，楊海艷，李慧婧，楊龍雨，李學俊

西北農林科技大學生命科學學院，楊凌 712100

重組蛋白質表達技術的成熟與發(fā)展為研究蛋白質的結構與功能提供了高效的研究手段，同時重組表達技術為眾多蛋白質與酶的大規(guī)模制備和應用奠定了基礎。但目前在重組蛋白特別是醫(yī)用重組蛋白純化過程中還面臨諸多問題，如菌體釋放的核酸會產生高粘度的裂解液進而影響下游的操作和層析純化，同時過量的核酸將導致純化產品的核酸污染等。核酸的污染也會影響到純化過程蛋白的定量以及活性分析甚至影響蛋白的結晶?，F(xiàn)今最常用的核酸去除方法利用了核酸帶負電荷的特征，在初步純化時利用如STREAMLINE SP、SP Sepharose Big Beads、SP或CM Sepharose FF、SP Sepharose XL等離子交換介質除去大量核酸，也有研究利用疏水層析介質去除核酸。但以上方法成本較高，需要昂貴的儀器設備，不適合純化前期大規(guī)模的核酸去除。酶催化的高效性使酶法去除核酸成為理想的途經，已有通過加入核酸酶去除蛋白樣品中核酸的研究實例。如商業(yè)化產品 Benzonase endonuclease、DNase和RNase A等，其中Benzonase endonuclease來源于靈桿菌。靈桿菌核酸酶 (Serratia marcescens nuclease，smNU) 是一種分泌至胞外的非特異性磷酸二酯酶，其在金屬陽離子存在下可以高效切割任意形式的核酸 (DNA和RNA，雙鏈和單鏈)[1-5]，其催化效率是葡萄球菌核酸酶的4倍，牛胰DNase I的34倍。靈桿菌是一種條件致病菌，致使大規(guī)模培養(yǎng)菌液用于核酸酶的分離純化存在潛在的危險，因此有必要探索該酶安全高效的重組表達體系。由于核酸酶的胞內表達可能造成重組表達宿主細胞自身核酸的降解而產生宿主細胞的強毒性，因此已報道的 smNU重組表達均采用胞外分泌的方式，但表達效率較低，每升僅可生產1.23×104U的酶[6]。本研究在成功克隆了 smNU基因的基礎上，構建了smNU的胞內原核表達載體，實現(xiàn)了該酶的胞內高效表達，并用Amylose resin純化該酶得到了理想的純化效果，為今后smNU的分子改造以及應用奠定了基礎。

1 材料與方法

1.1 材料

1.1.1 菌種與質粒

經鑒定的靈桿菌為本實驗室保存，大腸桿菌BL21感受態(tài)細胞購自北京全式金生物技術有限公司。pMAL-c4X載體為New England Biolabs公司產品，其分子大小為6 645 bp，編碼麥芽糖結合蛋白的片段大小為1 388 bp。

1.1.2 工具酶和主要試劑

實驗用到的限制性核酸內切酶、T4 DNA連接酶、蛋白分子質量Marker均購自Fermentas公司。Pfu Turbo DNA聚合酶為 Stratagene公司產品。DNA Marker購自大連寶生物工程有限公司。其他常用生化及分子生物學試劑均為國產或進口分析純。Amylose resin為NEB公司產品。引物合成及測序由北京奧科生物技術有限責任公司完成。

1.2 方法

1.2.1 靈桿菌核酸酶原核表達載體的構建

根據(jù)smNU的基因序列設計并合成引物。上游引物 NU12-1: 5′-GCCGACACGCTCGAATCCAT C-3′，下游引物 NU12-2: 5′-AGTCGGATCC TCAG TTTTTGCAGCCCATCAACTCC-3′，下游引物引入BamHⅠ的酶切位點 (下劃線所示)。以靈桿菌的基因組DNA為模板，進行PCR擴增。PCR反應體系為 (25 μL)：1×PCR緩沖液，2 mmol/L MgCl2，0.2 mmol/L dNTPs，75 ng靈桿菌基因組DNA，200 nmol/L上下游引物，1 U Pfu Turbo DNA聚合酶。PCR反應參數(shù)為：95 ℃ 3 min；95 ℃ 20 s，61 ℃30 s，72 ℃ 1 min ，25個循環(huán)；最后72 ℃延伸7 min。 PCR產物采用 PCR產物回收試劑盒純化后進行BamHⅠ酶切，質粒 pMAL-c4X采用 XmnⅠ和BamHⅠ雙酶切，膠回收大片段后進行連接，連接產物轉入E. coli BL21。經菌落PCR驗證為陽性的克隆，提取質粒送北京奧科生物技術有限責任公司進行測序鑒定。

1.2.2 序列分析

將測序所得的序列在 NCBI網站 (http://www. ncbi.nlm.nih.gov/blast)，采用 BLASTN軟件進行相似性搜索，核酸序列同源性比較用ClustalX2程序進行分析。

1.2.3 MBP-NU融合蛋白的誘導表達

將構建正確的重組質粒pMAL-c4X-NU轉入E. coli BL21，37 ℃培養(yǎng)7 h后，用于擴大培養(yǎng)。

1) 誘導溫度和IPTG濃度對MBP-NU融合蛋白表達量的影響：將擴大培養(yǎng)的菌液按1∶100接種于LB液體培養(yǎng)基中，分別置于24 ℃、28 ℃、37 ℃培養(yǎng)至菌濃度OD600值為1.0時，分別加入IPTG至終濃度為0.5、0.75、1.0 mmol/L，誘導培養(yǎng)3 h，收獲細菌培養(yǎng)物，SDS-PAGE分析表達情況，分離膠濃度為12.5%。

2) 誘導時間對 MBP-NU融合蛋白表達量的影響：將擴大培養(yǎng)的菌液按1∶100接種于LB液體培養(yǎng)基中，37 ℃培養(yǎng)至菌濃度OD600值為1.0時，加入IPTG至終濃度為0.75 mmol/L，誘導時間分別為0.5、1.5、2.5和3.5 h，收獲細菌培養(yǎng)物，SDS-PAGE分析表達結果。

1.2.4 融合蛋白的純化

融合蛋白的純化參考NEB公司pMAL試劑盒說明進行[7]。將擴大培養(yǎng)的菌液按 1∶100接種于250 mL LB培養(yǎng)基中，37 ℃培養(yǎng)至菌濃度OD600值為1.0時，加入IPTG至終濃度為0.75 mmol/L，誘導培養(yǎng)2 h后，8 000 r/min離心10 min并將收獲的菌體重懸于40 mL的裂解液 (10 mmol/L Tris-HCl，pH 7.2) 中，?20 ℃放置過夜后，冰浴條件下超聲破碎20 min，超聲功率為30 W，超聲間隔時間為10 s，裂解的菌液12 000 r/min離心10 min，收集上清備用。用8倍柱體積的平衡緩沖液 (10 mmol/L Tris-HCl，pH 7.2) 平衡Amylose resin親和層析柱，然后加入樣品并使其緩慢的流過層析柱以便樣品充分的結合，用 10倍柱體積的洗滌緩沖液 (10 mmol/L Tris-HCl，1 mol/L NaCl，pH 7.2) 洗去未結合的蛋白，最后用洗脫緩沖液 (10 mmol/L Tris-HCl，10 mmol/L麥芽糖，pH 7.2) 洗脫，洗脫蛋白用SDS-PAGE進行分析，蛋白的純度采用Bandscan軟件進行分析。

1.2.5 MBP-NU融合蛋白的活性檢測

以 10 kb的標準質粒為底物，不同單位的MBP-NU對其進行水解反應。酶活單位的定義：在37 ℃條件下30 min完全降解5 μg DNA的酶量為一個酶活單位。在冰浴上每支PCR管中加入3 μL緩沖液N (250 mmol/L pH 8.0 Tris-HCl，0.5 g/L BSA，5 mmol/L MgSO4)，過量的標準質粒，一定量的MBP-NU，用ddH2O補充至終體積為15 μL，混勻，37 ℃保溫30 min。1%瓊脂糖凝膠電泳檢測反應結果。MBP-NU的量分別為：0、0.25、0.5、0.75、1.0、1.25、1.5、2.0、3.0、4.0、5.0、10.0 U。

以含 RNA的 10 kb標準質粒為底物，進行MBP-NU降解 RNA的定性實驗。反應體系：3 μL緩沖液N，過量的標準質粒，適量的MBP-NU，再加入ddH2O至終體積15 μL，混勻，37 ℃保溫30 min。1%瓊脂糖凝膠電泳檢測反應結果。MBP-NU的量分別為：0、8、16、24、32、40、48、56 U。

1.2.6 EDTA和PMSF對MBP-NU活性的影響

在下述反應體系中分別加入不同濃度的抑制劑EDTA或PMSF，混勻，37 ℃保溫30 min。1%瓊脂糖凝膠電泳檢測反應結果。EDTA的濃度分別為：0、0.5、1.0、2.0、3.0、4.0、5.0 mmol/L。PMSF的濃度分別為：0、0.5、1.0、1.5、2.0、3.0、4.0、5.0 mmol/L。反應體系為：3 μL緩沖液N，過量的標準質粒，7.5 U的MBP-NU，適量的抑制劑，再加入ddH2O至終體積15 μL。

1.2.7 溫度、pH和鹽濃度對MBP-NU活性的影響

參考1.2.5的方法，分別在0 ℃、4 ℃、16 ℃、24 ℃、37 ℃、52 ℃、67 ℃、82 ℃條件下檢測MBP-NU的水解活性，分析溫度對MBP-NU水解活性的影響。用pH分別為3.7、4.5、5.6、7.0、8.0、9.0、10.0的緩沖液替代緩沖液N，在37 ℃條件下檢測MBP-NU的水解活性，分析pH對MBP-NU水解活性的影響。

為探討鹽濃度對MBP-NU水解活性的影響，參考1.2.5的方法，在反應體系中加入終濃度分別為0、50、100、150、200、250、300 mmol/L KCl或NaCl，37 ℃條件下檢測酶的水解效率。

1.2.8 純化MBP-NU中蛋白酶活性的檢測

純化蛋白中蛋白酶活性的測定參考 Cupp-Enyard[8]的方法。滅菌試管加入5 mL 0.65% (W/V)酪蛋白溶液，37 ℃水浴中保溫10 min，加入2 000 U的純化酶液，搖勻后，37 ℃精確反應1 h，然后立即向管內加入5 mL 0.4 mol/L三氯乙酸溶液以終止反應。37 ℃水浴中繼續(xù)保溫30 min，12 000 r/min離心20 min，取上清在275 nm波長處測定光吸收。以含有高溫滅活酶液的測定管作為對照，每次測定重復3次。

另外分別以商品化的牛血清白蛋白 (Bovine Serum Albumin，BSA) 和本實驗室純化的無機焦磷酸酶 (pyrophosphatase，PPA) 作為反應底物，與10 000 U高劑量的MBP-NU在37 ℃條件下反應24 h后，SDS-PAGE分析BSA和PPA電泳帶型的變化。

1.2.9 純化MBP-NU與商品化Benzonase的活性比較

為了比較MBP-NU與商品化的Benzonase的水解效率，參考1.2.5的方法，在反應體系中分別加入終濃度為1.0、10 U的酶，37 ℃條件下檢測酶的水解效率。

1.2.10 純化MBP-NU的去核酸效果檢測

采用內標法檢測MBP-NU對核酸的水解效果。本實驗室在無機焦磷酸酶的重組表達與純化實驗中，6 g誘導表達的菌體用15 mL裂解液 (25 mmol/L Tris-HCl，50 mmol/L KCl，0.5% Tween20，pH 8.0)進行裂解，取裂解液加入1.2.1中的PCR產物至終濃度為100 ng/μL，再分別添加終濃度為0、1、5、10、15、20 U/mL的MBP-NU，37 ℃條件下反應5 min，置于冰上。取2 μL做模板參考1.2.1擴增參數(shù)及體系檢測內標水解程度。

2 結果

2.1 靈桿菌核酸酶原核表達載體的構建

圖1 NU基因的PCR擴增 (A) 和重組質粒的PCR鑒定 (B)Fig. 1 PCR amplification of NU gene (A) and identification of recombinant vector pMAL-c4X-NU (B). M: DNA marker DL2000; 1: PCR product of NU gene.

以靈桿菌的基因組DNA為模板，PCR擴增編碼靈桿菌核酸酶的 DNA片段，電泳分析顯示在750 bp左右有一特異DNA帶 (圖1A)，大小與預期結果一致。將擴增產物酶切純化后連接到 pMAL-c4X載體上，得到重組表達載體pMAL-c4X-NU。提取重組表達載體，質粒PCR擴增得到約750 bp的基因片段 (圖1B)，與目的序列大小一致，并經測序證實載體構建完全正確。

2.2 靈桿菌核酸酶的序列分析

用BLASTN在線軟件對所測NU序列進行同源基因檢索顯示其與 S. marcescens 核酸酶基因的同源性為97%，與Serratia proteamaculans 568的核酸酶基因的同源性為 85%。應用 ClustalX2軟件對其核酸序列進行比對發(fā)現(xiàn)其與S. marcescens核酸酶基因 (GenBank Accession No. M19495.1) 有22個堿基不同，編碼的氨基酸僅在第12位不同，其他均為同義密碼子的變化 (圖2)。

圖2 靈桿菌核酸酶NU和與其同源的核酸序列比對Fig. 2 Alignment of nucleic acids between NU and its homologous sequences. The reading frame of the maturation protein was highlighted by gray coating.

2.3 MBP-NU融合蛋白的誘導表達

SDS-PAGE結果顯示，經IPTG誘導的含重組表達載體的細菌可大量表達大小約為 78 kDa的新蛋白，而分別含有 pMAL-c4X、pMAL-c4X-NU (未經IPTG誘導) 載體的宿主菌及不含表達載體的宿主菌均不表達該蛋白 (圖 3)。新蛋白的分子量約為78 kDa，與預期值大小一致，說明MBP-NU融合蛋白誘導表達成功。

2.3.1 誘導溫度和IPTG濃度對MBP-NU融合蛋白表達量的影響

SDS-PAGE結果顯示 (圖4)，在IPTG濃度相同的條件下，融合蛋白的相對表達量隨溫度的升高而增加；在溫度相同的條件下，融合蛋白的相對表達量隨IPTG濃度的不同出現(xiàn)了不同的變化，24 ℃時表達量基本相同，28 ℃時濃度為1.0 mmol/L時的表達量最大，37 ℃時濃度為0.75 mmol/L時的表達量最大。其中在37 ℃時IPTG濃度為0.75 mmol/L的條件下，融合蛋白的相對表達量最高。

圖3 MBP-NU誘導表達的SDS-PAGE分析Fig. 3 SDS-PAGE analysis of the induced expression of recombinant MBP-NU. M: protein marker; 1,3,5: induced BL21/pMAL-c4X-NU, BL21/pMAL-c4X and BL21, respectively; 2,4,6: uninduced BL21/pMAL-c4X-NU, BL21/ pMAL-c4X and BL21, respectively.

圖4 不同誘導溫度和IPTG濃度對MBP-NU表達量的影響Fig. 4 Effects of temperature and IPTG concentration on the expression of MBP-NU. M: protein marker; 1: uninduced; 2,3,4: induced at 24 °C; 5,6,7: induced at 28 °C; 8,9,10: induced at 37 °C; 2,5,8: induced with 0.5 mmol/L IPTG; 3,6,9: induced with 0.75 mmol/L IPTG; 4,7,10: induced with 1.0 mmol/L IPTG.

2.3.2 誘導時間對MBP-NU融合蛋白表達量的影響

SDS-PAGE結果顯示 (圖5)，誘導時間在1.5 h時融合蛋白的相對表達量較高。誘導時間超過2.5 h，表達量有所下降。

2.4 融合蛋白的純化

將誘導表達的菌體進行超聲破碎后離心，上清液用 Amylose resin進行純化。純化蛋白經SDS-PAGE和 Bandscan軟件分析其純度為 93.8% (圖 6)，表明與 MBP融合的靈桿菌核酸酶可通過Amylose resin進行高效的純化，從而避免了多次純化對核酸酶穩(wěn)定性及回收率的影響。

2.5 MBP-NU融合蛋白的活性檢測

研究考察了不同活性濃度的 MBP-NU對DNA、RNA的水解能力，如圖7所示。隨著MBP-NU的濃度增加，DNA的濃度由于酶解而減少。當MBP-NU濃度達到10.0 U時，DNA已完全被降解。由圖7B可知，MBP-NU可以完全降解RNA。純化的MBP-NU的比活力為1.11×106U/mg。

圖5 不同誘導時間對MBP-NU表達量的影響Fig. 5 Effect of induction duration on the expression of MBP-NU. M: protein marker; 1?4: induced for 3.5, 2.5, 1.5, 0.5 h, respectively; 5: uninduced.

圖6 純化MBP-NU融合蛋白的SDS-PAGE分析Fig. 6 SDS-PAGE analysis of purified MBP-NU. M: protein marker; 1: induced; 2: uninduced; 3: purified MBP-NU.

圖7 MBP-NU的DNase活性 (A) 和RNase活性 (B) 檢測Fig. 7 Assay of the DNase (A) and RNase (B) activity of MBP-NU. (A) 1?12: different concentration of MBP-NU(U): 0, 0.25, 0.5, 0.75, 1.0, 1.25, 1.5, 2.0, 3.0, 4.0, 5.0, 10.0. (B) 1?9: different concentration of MBP-NU (U): 0, 8, 16, 24, 32, 40, 48, 56; M: DNA marker DL2000.

2.6 EDTA和PMSF對MBP-NU活性的影響

研究考察了不同濃度的 EDTA和 PMSF對MBP-NU活性的影響，如圖 8所示，0.5 mmol/L EDTA或1 mmol/L PMSF對MBP-NU的活性幾乎無影響，但EDTA濃度達到1 mmol/L時，約80%的 MBP-NU活性受到抑制。

2.7 溫度、pH和鹽濃度對MBP-NU活性的影響

圖8 EDTA (A) 和PMSF (B) 對MBP-NU活性的影響Fig. 8 Effects of EDTA (A) and PMSF (B) on the MBP-NU activity. (A) 1?7: different concentration of EDTA (mmol/L): 0, 0.5, 1.0, 2.0, 3.0, 4.0, 5.0; 8. control. (B) 1: control; 2?9: different concentration of PMSF (mmol/L): 0, 0.25, 0.5, 1.0, 2.0, 4.0, 8.0, 12.5; M: DNA marker DL2000.

圖9 溫度 (A)、pH (B) 和不同濃度KCl (C) 對MBP-NU活性的影響Fig. 9 Effect of temperature (A), pH (B) and different KCl concentration (C) on the MBP-NU activity. (A) 1: control; 2?9: different temperatures (°C): 0, 4, 16, 24, 37, 52, 67, 82. (B). 1: control; 2?8: different pH: 3.7, 4.5, 5.6, 7.0, 8.0, 9.0, 10.0. (C) 1: control; 2?8: different KCl concentration (mmol/L): 0, 50, 100, 150, 200, 250, 300; M: DNA marker DL2000.

考察了不同溫度、pH和鹽濃度對MBP-NU活性的影響。如圖9A所示，隨著處理溫度的升高，剩余DNA的量由于酶解而呈現(xiàn)先降低后增加的變化趨勢，其中 37 ℃時的濃度最低，說明 MBP-NU的最適溫度為37 ℃；圖9B顯示MBP-NU的最適pH為8.0；圖9C說明，低于150 mmol/L的KCl對 MBP-NU的活性幾乎沒有影響，當KCl濃度為250 mmol/L時開始出現(xiàn)抑制現(xiàn)象，并隨鹽濃度的增加抑制程度也增加。NaCl對MBP-NU的活性影響與KCl相同 (結果未顯示)。

2.8 純化MBP-NU中蛋白酶活性的檢測

以酪蛋白為底物未檢測到純化的MBP-NU中存在蛋白酶活性。分別以一定純度的BSA和PPA為底物，與10 000 U大劑量純化的MBP-NU長時間保溫后的電泳結果顯示，BSA和PPA樣品的電泳帶型無變化 (圖 10)，進一步證明本實驗純化的 MBP-NU中沒有蛋白酶活性。

2.9 純化MBP-NU與商品化Benzonase的活性比較

純化的MBP-NU與商品化的Benzonase進行核酸的水解比較顯示，在相同的酶量下，兩種酶對核酸的水解效率相同 (圖11)。

圖10 純化MBP-NU與PPA和BSA保溫24 h對電泳譜帶的影響分析Fig. 10 Effect of co-incubation of MBP-NU with PPA or BSA for 24 h on the SDS-PAGE bands patterns. M: protein marker; 1,2: PPA; 3,4: BSA; 1,3: control; 2,4: MBP-NU treatment. Arrows indicated the added MBP-NU.

圖11 純化MBP-NU與商品化Benzonase的活性比較Fig. 11 Activity comparison between MBP-NU and Benzonase. M: DNA marker DL2000; 1: control; 2: Benzonase 1.0 U; 3: MBP-NU 1.0 U; 4: Benzonase 10 U; 5: MBP-NU 10 U.

2.10 純化的MBP-NU除核酸效果檢測

結合靈敏的PCR檢測技術，采用內標法對加入的內標片段的水解程度進行檢測，結果顯示 (圖12)，伴隨MBP-NU濃度的增加，目標產物的擴增量逐漸降低，當酶量超過20 U/mL時，目的條帶完全消失，說明MBP-NU對于菌體裂解液中的模板有很高的水解效率。

圖12 不同濃度MBP-NU對菌體裂解液中內標基因NU PCR擴增的影響Fig. 12 Effect of MBP-NU treatment on the PCR amplification of internal reference gene NU in cell lysis. M: DNA marker DL2000; 1?6: different concentration of MBP-NU (U): 0, 1, 5, 10, 15, 20; 7: PCR product from 1.2.1.

3 討論

對靈桿菌核酸酶的分泌途經、進化和作用機制已有較多的研究報道[9-12]。靈桿菌核酸酶的催化高效性使其在生物技術和實際生產中的應用價值不斷凸顯，特別是該酶在消除核酸污染方面的顯著效果[13]。由于核酸酶本身對宿主細胞會造成強的毒害作用，從而給該酶的重組表達帶來了很大困難。已有研究報道利用大腸桿菌分泌表達該酶，但由于原核分泌系統(tǒng)的局限性，使其表達量僅達到1.23×104U/L[6]。本研究克隆了靈桿菌的核酸酶基因，序列分析表明，其與報道的S. marcescens 核酸酶基因、Serratia proteamaculans 568的核酸酶的同源性分別為97%和85%。嘗試利用分泌型原核表達載體pLLP-OmpA和pET22b表達該基因，但由于微量的胞內本底表達使菌體生長嚴重受抑或者死亡。

本研究構建了MBP-NU融合蛋白胞內原核表達載體，在對多個菌種進行篩選的基礎上，實現(xiàn)了其在大腸桿菌胞內的成功表達和表達條件優(yōu)化，菌體生長正常，表達量高達 1.21×107U/L。對于該酶在胞內的可溶性表達為何沒有造成宿主細胞的死亡，推測原因主要有以下兩個方面：一是靈桿菌核酸酶與麥芽糖結合蛋白融合表達，有助于減少其在菌體內對宿主菌的毒害；二是已有研究通過點突變的方式證明二硫鍵是靈桿菌核酸酶發(fā)揮催化活性所必需的[14]，由于胞內的氧化還原條件抑制了二硫鍵的形成，使酶在胞內無水解活性，因此不影響細胞的正常生長，當細胞破碎后，外界的氧化條件促使其向有活性的形式轉化。另外本研究中曾轉化構建的表達載體于有利于二硫鍵形成的菌株 Rosetta gami2 (DE3)，未有轉化菌落形成，同時發(fā)現(xiàn)該酶僅在個別的菌株中表達，推測可能是由于不同菌株細胞內部氧化還原狀態(tài)的差異使二硫鍵的形成存在巨大的差異，其內在的真正原因有待進一步揭示和證實。

重組酶對核酸的水解實驗證明重組核酸酶在不切除MBP的情況下仍具有降解DNA和RNA的活性，最適反應條件為37 ℃、pH 8.0，蛋白純化時緩沖液中常用的添加物0.5 mmol/L EDTA、1 mmol/L PMSF對MBP-NU的活性幾乎無影響，低于150 mmol/L 的KCl或NaCl (結果未顯示) 對融合蛋白MBP-NU的活性亦無影響。純化的MBP-NU中未檢測到蛋白酶活性，且該酶具有很好的儲存穩(wěn)定性，4 ℃條件下儲存2個月酶活性幾乎沒有變化，其水解效率與商品化Benzonase相同。Marcin等報道細菌裂解液中添加 25 U/mL (約 25 ng/mL) 的Benzonase即可滿足蛋白質純化中核酸去除的需要，在濃度為9 U/mL時，4 h可使99%的放射性標記的核酸完全水解，可滿足FDA對重組蛋白藥物每次使用劑量不得超過10 pg核酸污染的需求[15]。本研究中發(fā)現(xiàn)表達MBP-NU菌體的裂解液粘稠度明顯低于對照菌。本實驗室在無機焦磷酸化酶的重組表達與純化實驗中，向含有6 g菌體的15 mL裂解液中添加終濃度為10 U/mL (約10 ng/mL) 的MBP-NU，裂解菌體的粘度在5 min內明顯下降，結合PCR高靈敏度的檢測極限，采用內標法證明，當酶濃度達到20 U/mL時，在5 min內即可使作為內標的DNA模板降解至PCR無法檢測到的水平。以上結果說明該酶具有極高的核酸水解效率，在核酸去除中具有添加酶蛋白量少的顯著特征。

本研究建立了靈桿菌核酸酶的高效胞內重組表達體系，其表達量遠遠高于已有的分泌重組表達系統(tǒng)，融合MBP的核酸酶具有很高的水解效率，這些結果為在蛋白純化中利用酶法低成本地去除核酸奠定了基礎。

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