韓啟厚 ,古瑜 ,于海龍 ,李玉珍 ,刑堃
(1.天津科潤蔬菜研究所,300380;2.內(nèi)蒙古通遼市開魯縣農(nóng)業(yè)技術(shù)推廣中心;3.天津市北辰區(qū)種植業(yè)中心)
菜豆(Phaseolus vulgarisL.)又稱四季豆、蕓豆、扁豆等,分為食豆和食莢兩種類型,菜豆在我國各省市均有栽培,種植范圍十分廣泛,是我國重要的糧食作物和蔬菜作物。菜豆能為人類提供豐富的蛋白質(zhì)、碳水化合物、維生素及礦物質(zhì)等[1],其嫩莢尤其是人們喜食的蔬菜之一。
植物組織培養(yǎng)技術(shù)已在許多作物上得到應(yīng)用,并對農(nóng)業(yè)生產(chǎn)起到巨大的推動作用,但關(guān)于菜豆組織培養(yǎng)技術(shù)的報道卻相對較少[2],主要是由于菜豆組織的再生能力較弱,組織培養(yǎng)難度較大。因此,本試驗對菜豆組培快繁技術(shù)做了初步研究,為菜豆種質(zhì)資源保存、種質(zhì)資源創(chuàng)新、脫毒技術(shù)應(yīng)用、遺傳轉(zhuǎn)化以及優(yōu)良品種快繁等工作提供可以利用的技術(shù)平臺。
供試材料為雙豐3號(天津科潤蔬菜研究所提供),試驗于2012年1月至2014年6月在天津科潤蔬菜研究所組培實驗室完成。
挑選籽粒均勻一致的菜豆種子,放置于玻璃容器內(nèi)。采用如下4種常見豆類種子消毒方法,并作適當改動。T1:70%乙醇處理3 min,無菌水沖洗3次,25%次氯酸鈉溶液浸泡20 min,無菌水洗滌5~6次[3];T2:25%次氯酸鈉處理 20 min,無菌水洗滌 5~6次[4];T3:氯氣熏蒸 6 h[5];T4:氯氣熏蒸 12 h[6]。
將處理種子的種臍向下接種于萌發(fā)培養(yǎng)基(MS[7]+6-BA 0.5 mg/L)中,密封好后放置于培養(yǎng)室中培養(yǎng),每個處理50粒種子,3次重復(fù),共600粒種子。培養(yǎng)室環(huán)境溫度為25℃,光照強度為4 000 lx,光周期為16 h光照/8 h黑暗。培養(yǎng)5~6 d即可長出幼苗,供試驗備用。
在超凈工作臺上,取生長5~6 d的2葉1心的無菌苗,放置于滅菌后的培養(yǎng)皿中,切掉胚根及2片真葉,保留葉柄,作為外植體備用。將處理好的外植體的下胚軸部分插入增殖培養(yǎng)基中,插入深度0.5 cm左右。增殖培養(yǎng)基為MSB5(將MS培養(yǎng)基中的有機成分換成B5培養(yǎng)基的有機成分,其他成分不變,縮寫為MSB5)加入不同濃度的6-BA,最終培養(yǎng)基中 6-BA 濃度分別為 0.5、1.0、3.0、5.0 mg/L,每個培養(yǎng)瓶中3個外植體,每個處理10瓶,3次重復(fù),共120瓶。將密封好的培養(yǎng)瓶放置于培養(yǎng)室中培養(yǎng),培養(yǎng)條件同上。
培養(yǎng)7 d后,再生芽長到2~3 cm切一次,記錄再生芽數(shù)量;將外植體置于相同培養(yǎng)基中繼續(xù)培養(yǎng),14 d后切第二次,記錄再生芽數(shù)量,最后統(tǒng)計兩次再生芽數(shù)量,篩選最佳快繁培養(yǎng)基。
切取通過快繁獲得的均勻一致的再生植株,插入含有不同濃度IBA的培養(yǎng)基中,基本培養(yǎng)基為1/2 MSB5,IBA 濃度分別為 0、0.1,0.3、0.5、0.7、1.0 mg/L,每個培養(yǎng)瓶接種再生芽10個,每個處理5瓶,3次重復(fù),共90瓶。10 d后測生根率和生根數(shù)量,生根率和生根數(shù)量最多的培養(yǎng)基為最佳生根培養(yǎng)基。
先將生根后的組培苗開蓋煉苗3~4 d,后將組培苗連瓶一起放置溫室內(nèi)煉苗3~4 d,煉苗結(jié)束后將組培苗取出,在水中除掉根部的培養(yǎng)基,盡量使再生根完整。將完整的組培苗移栽到含有不同比例基質(zhì)的營養(yǎng)缽中,基質(zhì)處理分為6種,分別為100%草炭、蛭石、蘑菇渣、草炭+蛭石(1∶1)、草炭+蘑菇渣(1∶1)、蘑菇渣+蛭石(1∶1),每個處理移栽 30 株組培苗,移栽完的營養(yǎng)缽放置在有塑料薄膜覆蓋的小拱棚內(nèi),移栽后前3 d適當向拱棚內(nèi)噴水,保證拱棚內(nèi)相對濕度達100%,3 d后逐漸放風直至除掉拱棚,10 d后調(diào)查成活率。
由表1可知,將4種消毒方法處理后的種子均無污染,可見4種方法均有較好的消毒效果,但對種子出芽率影響有很大差別。T2處理對發(fā)芽率影響最小,該處理下種子發(fā)芽率極顯著高于其他3個處理,T4處理對種子芽率影響最大,發(fā)芽率僅4%,極顯著低于其他3個處理。T3、T4均為氯氣熏蒸消毒,氯氣熏蒸是最近大豆種子消毒采用的方法,用其消毒對菜豆種子傷害較大。本試驗結(jié)果表明,氯氣不適用于菜豆種子消毒,而采用次氯酸鈉消毒最佳。
表1 接種后7 d種子污染及發(fā)芽情況
表2 接種后切兩次(7 d和14 d)植株擴繁情況
從表2可看出,在本試驗范圍內(nèi),隨著培養(yǎng)基中6-BA濃度的增加,再生芽數(shù)量不斷增加。MSB5+6-BA 5.0 mg/L培養(yǎng)基中再生芽數(shù)量在第一次和第二次均最高,顯著高于其他培養(yǎng)基,并與MSB5+6-BA 0.5 mg/L培養(yǎng)基達極顯著差異水平。第二次再生芽數(shù)量均要比第一次略低,但增長趨勢與第一次完全一致。兩次再生芽數(shù)量總和,MSB5+6-BA 5.0 mg/L培養(yǎng)基顯著高于其他培養(yǎng)基,并與MSB5+6-BA 0.5 mg/L和MSB5+6-BA 1.0 mg/L培養(yǎng)基達極顯著差異水平。從3組數(shù)據(jù)上看,MSB5+6-BA 5.0 mg/L培養(yǎng)基是最佳的快繁培養(yǎng)基,擴繁系數(shù)為9.2個/外植體。
從表3可看出,當IBA濃度為0.1 mg/L時生根率最高,達到92.5%,顯著高于不加IBA的培養(yǎng)基,其后,隨著IBA濃度增加,生根率逐漸下降。從生根數(shù)量上看,同樣是IBA濃度為0.1 mg/L時最多,達12.3根/株。隨著IBA濃度的增加,促進了再生植株基部愈傷組織的產(chǎn)生,抑制了再生植株的生根。綜上,最佳生根培養(yǎng)基是1/2 MSB5+IBA 0.1 mg/L。
從表4可以看出,無論是單一基質(zhì)還是不同基質(zhì)混配,移栽成活率均在90%左右,其中以草炭∶蘑菇渣比例為1∶1的時候成活率最高,達到了97%,可能是由于草炭和蘑菇渣的透氣性較好,并且其中都含有一定的營養(yǎng)物質(zhì)和配料,能夠充分供應(yīng)組培苗的生長,而其他基質(zhì)養(yǎng)分不夠充足或養(yǎng)分比較單一,因而導(dǎo)致移栽成活率較低,因此,草炭∶蘑菇渣=1∶1為最佳的移栽培養(yǎng)基。
種子消毒方法多種多樣,本試驗比較了國外菜豆及大豆種子常用的4種消毒方法。根據(jù)本試驗和前人的研究結(jié)果,作者認為,氯氣穿透力較強,且操作時濃度不易精確把握,對種子刺激作用比其他方法強烈,因此氯氣熏蒸比較適合于大豆[5]等一些種皮相對較厚或?qū)β葰獠惶舾械姆N子消毒,對種子損傷小,而用在菜豆種子上則嚴重影響種子的發(fā)芽率,不適于菜豆種子消毒。次氯酸鈉消毒是菜豆種子消毒最好的選擇。菜豆種子由于產(chǎn)地及采收習慣存在差異,種皮表面污染物多少也同樣存在差異,如果種子帶菌量較多,可適當在次氯酸鈉消毒方法上增加一些消毒步驟,消毒會更加徹底;而對于一般比較干凈的菜豆種子來講,采用次氯酸鈉消毒足以達到徹底消毒的效果。
快繁是在最短的時間內(nèi)獲得最多的再生植株,本試驗主要是利用菜豆幼苗上存在多個芽點的特點,采用6-BA刺激芽點生長產(chǎn)生叢生不定芽,達到快繁的目的,比通過愈傷組織培養(yǎng)更容易獲得再生植株[8],增殖效率更高。隨著培養(yǎng)基中6-BA濃度的提高,再生芽數(shù)量逐漸增加,而且相同6-BA濃度第二次再生芽數(shù)量少于第一次,說明在繼代培養(yǎng)過程中器官形成能力和增殖能力有隨著培養(yǎng)代數(shù)增加而下降的趨勢,這與Crocomo等[9]結(jié)論相同。
再生植株生根是比較容易的,即使不加入任何激素其依然可生根,但一般生根少、質(zhì)量差。加入一定濃度的生長素可以促進根的生成,但生長素濃度過大會抑制生根[10],刺激再生植株基部生成大量愈傷組織,從而阻礙了再生根的形成[11]。
表3 IBA濃度對再生植株生根的影響
表4 不同基質(zhì)組合對再生植株成苗率的影響
組培苗移栽成活與否主要是看組培苗是否能夠適應(yīng)環(huán)境的變化,采用草炭和蘑菇渣混合基質(zhì)效果最好,主要是草炭和蘑菇渣的透氣性好,而且其中養(yǎng)分及有機質(zhì)成分也相對較高,滿足了組培苗對氧氣及養(yǎng)分的需求,因此最有利于組培苗成活。
菜豆組培快繁與常規(guī)種子繁種相比,不受時間及空間的限制,并且快繁系數(shù)遠遠高于種子繁殖。菜豆組培快繁的成功將為優(yōu)良種質(zhì)資源保存、保持種性及快速推廣提供十分有效的手段。
[1]Blair M W,Caldas G V,Lascano C E.Tannin content of commercial classes of common bean[J].Annu Rep Bean Improv Coop,2006,49:151-152.
[2]安利佳,李鳳霞,張俊敏,等.豆科植物組織培養(yǎng)的研究[J].植物學(xué)報,1992,4(10):743-752.
[3]Delgado-Sanchez P,Saucedo-Ruiz M,Guzman-Maldonado S H,et al.An organogenic plant regeneration system for common bean (Phaseolus vulgarisL.)[J].Plant Science,2006,170:822-827.
[4]Franklin C I,Trieu T N,Gonzales R A,et al.Plant regeneration from seedling explants of green bean(Phaseolus vulgarisL.)via organogenesis[J].Plant Cell,Tissue and Organ Culture,1991,24:199-206.
[5]劉海坤,衛(wèi)志明.一種大豆成熟種子的消毒方法[J].植物生理學(xué)通訊,2002,38(3):260-261.
[6]李海燕,武小霞,韓英鵬,等.影響大豆子葉節(jié)再生的因素研究[J].東北農(nóng)業(yè)大學(xué)學(xué)報,2008,39(3):5-8.
[7]Murashige T,Skoog F.A revised medium for rapid growth and bioassay with tobacco tissue cultures[J].Physiology Plant,1962,50:151-158.
[8]包英華,白音,王羽梅,等.菜豆(雙青35號)再生體系的建立[J].韶關(guān)學(xué)院學(xué)報:自然科學(xué)版,2005,26(12):74-77.
[9]Crocomo O J,Sharp W R,Peters J E.Plantlet morphogenesis and the control of callus growth and root induction ofPhaseolus vulgariswith addition of bean seed extract[J].Zeitschrift für Pflanzenphysiologie,1976,78:458-460.
[10]Kwapata K,Sabzikar R,Sticklen M B,et al.In vitroregeneration and morphogenesis studies in common bean[J].Plant Cell,Tissue and Organ Culture,2010,100:97-105.
[11]López Arnaldos T,Munoz R ,F(xiàn)errer A,et al.Changes in phenol content during strawberry(Fragaria×ananassa,cv.Chandler)callus culture[J].Physiology Plant,2001,113:315-322.