周文凱，侯續(xù)成，李桂玲

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應(yīng)用新型藥物遞送系統(tǒng)預(yù)防和治療生物被膜所致感染

周文凱，侯續(xù)成，李桂玲

在抗菌領(lǐng)域研究之初，人們認(rèn)為細(xì)菌在體內(nèi)呈單個(gè)存在且浮游生長(zhǎng)。科學(xué)家將可抑制體外培養(yǎng)的浮游致病菌生長(zhǎng)和繁殖的抗生素應(yīng)用于體內(nèi)病原菌感染的治療，取得了良好的治療效果。后來(lái)，隨著抗生素的廣泛使用，臨床發(fā)現(xiàn)抗生素藥物在體內(nèi)的抗菌效果大不如前。在20 世紀(jì)初期，科研人員對(duì)細(xì)菌生長(zhǎng)狀態(tài)重新進(jìn)行了研究，陸續(xù)發(fā)現(xiàn)多種細(xì)菌可集聚存在于自身所產(chǎn)生的胞外聚合物內(nèi)，且黏附于外界活性或非活性材料表面生長(zhǎng)[1]。這種胞外聚合物與細(xì)菌共存的物質(zhì)被稱為生物被膜[2]。胞外聚合物對(duì)其內(nèi)部的致病菌具有保護(hù)作用，從一個(gè)方面解釋了致病菌耐藥性產(chǎn)生的原因。

近年來(lái)，細(xì)菌對(duì)抗生素的耐藥性甚至多重耐藥性問(wèn)題已成為公共衛(wèi)生領(lǐng)域的嚴(yán)重問(wèn)題，引發(fā)了全球的高度關(guān)注。臨床上常見的多重耐藥菌（ESKAPE 細(xì)菌）有六種，分別為糞腸球菌（）、金黃色葡萄球菌（）、肺炎克雷伯菌（）、鮑曼不動(dòng)桿菌（）、銅綠假單胞菌（）和腸道桿菌（）。ESKAPE 細(xì)菌的感染給防控及治療工作都帶來(lái)了極大的挑戰(zhàn)，而ESKAPE 細(xì)菌的多重耐藥特性均與其生物被膜的產(chǎn)生密切相關(guān)。因此，關(guān)于生物被膜形成機(jī)制與耐藥性的研究以及生物被膜感染治療手段的研究迫在眉睫。

1 生物被膜的形成及其耐藥性產(chǎn)生機(jī)制

1.1 生物被膜的物質(zhì)成分

微生物產(chǎn)生的胞外多聚物是構(gòu)成生物被膜的主要成分。不同微生物所產(chǎn)生的胞外聚合物成分不盡相同，主要包括：蛋白質(zhì)、蛋白聚糖、糖蛋白、多糖、核酸、脂類、脂多糖等[3]。

多糖是胞外聚合物的主要成分之一，胞外多糖在生物被膜中呈線狀或分枝狀分布，形成了復(fù)雜的網(wǎng)絡(luò)結(jié)構(gòu)，在生物被膜中起到了結(jié)構(gòu)支撐的作用。與此同時(shí)，胞外多糖還具有凝聚基質(zhì)、保持水分、吸收無(wú)機(jī)物質(zhì)及有機(jī)物質(zhì)、保護(hù)微生物等功能[4]。胞外多糖的糖單元主要有甘露糖、半乳糖、葡萄糖等。除了這些糖類物質(zhì)以外，生物被膜中還存在有N-乙酰葡萄糖胺、阿拉伯糖、海藻糖等多種糖類物質(zhì)[5]。

胞外蛋白是胞外聚合物的另一種重要組成成分。胞外蛋白按其功能可分為兩大類：結(jié)構(gòu)蛋白和酶類。結(jié)構(gòu)蛋白將胞外多糖與細(xì)胞表面相連，維持了生物被膜結(jié)構(gòu)的穩(wěn)定性[6]。而酶類參與了生物被膜的降解過(guò)程。酶類可分解多種胞外聚合物，為生物被膜中的細(xì)菌提供能量。同時(shí)，生物被膜的分解與分散也需要酶類物質(zhì)發(fā)揮作用[7-8]。

胞外DNA（eDNA）在生物被膜的形成過(guò)程中扮演著重要角色。研究表明，eDNA 參與了生物被膜的黏附過(guò)程。eDNA 自身帶負(fù)電荷，當(dāng)細(xì)菌與欲附著物表面相隔納米級(jí)的距離時(shí)，eDNA 可與物體表面的某些受體發(fā)生相互作用，從而促進(jìn)細(xì)菌的黏附[9]。另外，由于eDNA 帶負(fù)電，因此能與生物被膜中的金屬離子發(fā)生螯合作用，且可與帶正電的抗生素相結(jié)合，從而導(dǎo)致某些生物被膜內(nèi)細(xì)菌耐藥性的出現(xiàn)[10-11]。

1.2 生物被膜的形成

生物被膜的形成過(guò)程是一系列物理、化學(xué)和生物反應(yīng)的過(guò)程。細(xì)菌生物被膜的形成可分為五個(gè)時(shí)期，依次為：可逆附著期、不可逆附著期、成熟初期、成熟期、分散期[12]。

1.2.1 可逆附著期 在可逆附著期，游離的細(xì)菌可通過(guò)范德華力、倫敦力、靜電作用力、疏水作用力等物理作用或細(xì)菌自身的纖毛或鞭毛的作用黏附于生物或非生物體表面。附著物表面諸如溫度、親疏水性等理化性質(zhì)也同樣會(huì)影響微生物的表面附著過(guò)程[13]。

1.2.2 不可逆附著期 胞外多聚物的產(chǎn)生標(biāo)志著生物被膜的形成進(jìn)入不可逆附著期。此時(shí)，微生物對(duì)物體表面的黏附力遠(yuǎn)遠(yuǎn)大于其排斥力。微生物所產(chǎn)生的海藻酸等胞外聚合物在這一時(shí)期顯著增多，而海藻酸在胞外含量的增多有利于細(xì)菌對(duì)于物體表面的黏附[14]。同時(shí)，與鞭毛形成相關(guān)基因表達(dá)發(fā)生下調(diào)[15]。

1.2.3 成熟初期 在成熟初期，細(xì)菌可通過(guò)自身分泌的信號(hào)分子進(jìn)行細(xì)菌之間的相互交流。同時(shí)，胞外聚合物如胞外多糖、蛋白質(zhì)及eDNA 等將逐漸增多以形成穩(wěn)定的生物被膜結(jié)構(gòu)。同時(shí)，生物被膜將逐步由單層變?yōu)槎鄬?，其厚度可達(dá)10 μm[16]。

1.2.4 成熟期 進(jìn)入成熟期的生物被膜厚度將進(jìn)一步增大，可達(dá)100 μm。成熟期的生物被膜中通常存在多種微生物。不同微生物之間通過(guò)復(fù)雜的物質(zhì)交換及能量代謝得以共存。此時(shí)，成熟的生物被膜通過(guò)物理結(jié)構(gòu)、理化性質(zhì)的調(diào)節(jié)，充分適應(yīng)了外界環(huán)境[17]。

1.2.5 分散期 第五個(gè)時(shí)期為生物被膜的分散期。在這一時(shí)期，細(xì)菌通過(guò)多種糖解酶分解生物被膜中的胞外多糖，實(shí)現(xiàn)生物被膜表面細(xì)菌的重新游離[18]。鞭毛相關(guān)蛋白表達(dá)的上調(diào)提升了游離生物被膜細(xì)菌的運(yùn)動(dòng)能力。而重新游離的細(xì)菌可在環(huán)境適宜的生物或非生物物體表面重新形成生物被膜[19]。

1.3 生物被膜產(chǎn)生耐藥性的機(jī)制

生物被膜因其胞外基質(zhì)對(duì)抗生素藥物的屏障作用以及其內(nèi)微生物表型與游離狀態(tài)微生物表型的差異性而引起的耐藥性問(wèn)題逐漸受到重視[20]。生物被膜的存在造成了臨床上如：骨髓炎、中耳炎、牙周炎、肺部感染、心肌炎、泌尿生殖系統(tǒng)感染等一系列難治性感染性疾病，嚴(yán)重威脅人類生命健康。另外，病原菌黏附于植入醫(yī)療裝置所引起的與生物被膜相關(guān)的感染也愈發(fā)受到重視。三種關(guān)于生物被膜耐藥性發(fā)生機(jī)制的假說(shuō)解釋了其耐藥性的原因：

假說(shuō)一：抗生素不能完全滲透進(jìn)入生物被膜內(nèi)部。

細(xì)菌胞外聚合物是由胞外多糖、eDNA 等復(fù)雜成分組成且性質(zhì)黏稠的物質(zhì)，它的存在阻礙了抗生素藥物的擴(kuò)散作用，從而使得生物被膜內(nèi)部的抗生素藥物濃度顯著降低而達(dá)不到抑制致病菌存活所需的有效濃度[21]。除此之外，生物被膜中存在某些細(xì)菌向胞外分泌的抗生素水解酶以及抗生素共價(jià)修飾酶，使得抗生素水解或鈍化而喪失抗菌效能，其中以 β-內(nèi)酰胺酶引起的耐藥性最為典型。如金黃色葡萄球菌可通過(guò)質(zhì)粒介導(dǎo)產(chǎn)生 β-內(nèi)酰胺酶，從而快速降低青霉素和頭孢菌素類抗生素在生物被膜中的有效濃度[22]。

假說(shuō)二：抗生素在復(fù)雜多變的生物被膜內(nèi)部微環(huán)境中喪失殺菌活性。

在生物被膜深層，氧氣含量顯著降低，微生物處于厭氧生長(zhǎng)狀態(tài)。根據(jù)Tack 和Sabath[23]的相關(guān)研究表明，氨基糖苷類抗生素在厭氧環(huán)境中的抗菌作用顯著降低，甚至完全失效。由于生物被膜內(nèi)酸性代謝產(chǎn)物的累積會(huì)造成局部微環(huán)境pH 值的降低，而抗生素在酸性環(huán)境中殺菌能力有所降低，這使得酸性環(huán)境中的致病菌逃脫了抗生素的殺滅作用[24]。除此以外，處于生物被膜內(nèi)的細(xì)菌由于氧氣和營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)的缺乏，其新陳代謝速率相比于浮游狀態(tài)的細(xì)菌有明顯降低。因此對(duì)那些以某生物大分子物質(zhì)的生物合成途徑或以細(xì)菌的新陳代謝途徑為作用靶點(diǎn)的抗生素，如 β-內(nèi)酰胺類抗生素及喹諾酮類抗生素，致病菌將失去敏感性[25-26]。

假說(shuō)三：生物被膜中耐藥菌的存在導(dǎo)致了生物被膜整體的耐藥性。

生物被膜內(nèi)部本身就可能存在耐藥性菌株。同時(shí)，生物被膜中還存在誘導(dǎo)產(chǎn)生的耐藥性菌株。這是因?yàn)樯锉荒ぶ械目股貪舛韧陀谧畹鸵志鷿舛?，?xì)菌在這樣的環(huán)境下更容易被誘導(dǎo)產(chǎn)生耐藥性菌株。耐藥性菌株的耐藥性基因在生物被膜中的不同菌株之間可以發(fā)生相互傳遞，進(jìn)一步加速了生物被膜中耐藥菌株的蔓延[27-28]。

2 生物被膜的防治策略

針對(duì)生物被膜的形成過(guò)程以及耐藥性產(chǎn)生的原因，我們可以通過(guò)以下兩種策略預(yù)防生物被膜的產(chǎn)生、治療生物被膜相關(guān)的感染性疾病。

第一，預(yù)防病原微生物在生物或非生物物體表面的附著。植入醫(yī)療裝置如中心靜脈導(dǎo)管、人工心臟瓣膜、人工導(dǎo)尿管、植入式神經(jīng)刺激器、人工耳蝸、人工晶狀體、人工植入牙等在人體內(nèi)發(fā)揮自身重要功能的同時(shí)，往往會(huì)成為病原微生物潛在黏附對(duì)象[29]。除了充分做好植入手術(shù)過(guò)程中的滅菌工作并輔以必要的抗生素藥物預(yù)防以外，可采用具有抗菌或抗黏附作用的藥物及材料，對(duì)植入醫(yī)療裝置表面進(jìn)行修飾或改變裝置材料表面結(jié)構(gòu)，以有效防止病原微生物在其表面的附著[30-32]。

第二，分散生物被膜并殺滅生物被膜內(nèi)病原微生物。由于生物被膜這一結(jié)構(gòu)物質(zhì)的存在，使得致病菌的致病性增強(qiáng)，耐藥性提高。單一抗生素治療往往得不到有效的治療效果，因此需要采取多種抗生素聯(lián)合治療的手段來(lái)應(yīng)對(duì)生物被膜所引起的感染[33]。與此同時(shí)，相關(guān)領(lǐng)域的科研工作者還在積極探索能夠有效分散生物被膜的藥物，即抗生物被膜藥物?，F(xiàn)今，多種天然化合物已被證實(shí)具有抗生物被膜活性，或具有成為人工合成抗生物被膜藥物先導(dǎo)化合物的潛力。這類藥物本身往往并不具有殺滅微生物的能力，因此需要與抗生素藥物聯(lián)用，從而達(dá)到治療目的[34]。

此外，一些新型的生物被膜治療手段也逐漸引起重視，例如納米制劑和脂質(zhì)體等新型藥物遞送系統(tǒng)在生物被膜治療中也有越來(lái)越多的應(yīng)用。

3 新型藥物遞送系統(tǒng)在生物被膜治療中的應(yīng)用

脂質(zhì)體、納米粒等新型藥物遞送系統(tǒng)因具有提高藥物穩(wěn)定性、提高藥物生物利用度、改善藥物體內(nèi)分布、實(shí)現(xiàn)靶向給藥、可控釋藥、實(shí)現(xiàn)外部信號(hào)響應(yīng)等優(yōu)點(diǎn)而受到廣泛的研究和應(yīng)用[35]。新型藥物遞送系統(tǒng)可在生物被膜形成過(guò)程的多個(gè)步驟中發(fā)揮作用。其中包括：對(duì)植入醫(yī)療器械進(jìn)行表面材料修飾，以降低微生物的黏附作用，減少生物被膜的形成；而將抗生素或抗生物被膜藥物等包裹于納米材料中，還可以實(shí)現(xiàn)藥物在植入醫(yī)療裝置表面長(zhǎng)期緩控式釋放。除此以外，對(duì)于局部感染的治療，常規(guī)全身給藥需要的藥物劑量較高，而脂質(zhì)體、納米粒等藥物遞送系統(tǒng)可以實(shí)現(xiàn)局部區(qū)域的靶向給藥，降低全身毒副作用。正如上文所提及，藥物在生物被膜中的滲透性較差，穩(wěn)定性較低，而藥物遞送系統(tǒng)的使用可以有效地提高藥物在生物被膜中的穩(wěn)定性，增強(qiáng)藥物在生物被膜中的滲透性，提高生物利用度。

3.1 脂質(zhì)體

脂質(zhì)體是由脂質(zhì)雙分子層構(gòu)成的球形封閉囊泡。當(dāng)磷脂等兩親性分子分散于水相時(shí)，分子的疏水尾部聚集在一起，親水頭部暴露于水相，自組裝形成具有疏水內(nèi)核的雙分子層封閉囊泡結(jié)構(gòu)。在囊泡內(nèi)，水相和雙分子膜內(nèi)可以裝載多種不同極性的藥物。脂質(zhì)體作為一種藥物載體，其生物相容性好，載藥可降低藥物毒性、提高藥物穩(wěn)定性。將脂質(zhì)體表面進(jìn)行結(jié)構(gòu)修飾，可以得到具有特定功能的脂質(zhì)體。脂質(zhì)體表面的修飾包括高分子聚合物的共價(jià)結(jié)合以及蛋白質(zhì)分子的連接等。表面修飾后的脂質(zhì)體，或是具有靶向富集于某些組織的特性，或是具有免疫逃逸的功能，極大地豐富了脂質(zhì)體的特性。此外，對(duì)脂質(zhì)體表面電荷進(jìn)行修飾也將使得脂質(zhì)體這一藥物遞送系統(tǒng)具有靶向釋藥的作用[36-37]。在抗炎抗感染治療領(lǐng)域的研究中表明，脂質(zhì)體具有阻止微生物定植以及靶向富集藥物于生物被膜表面等作用[38-39]。

3.1.1 脂質(zhì)體可降低微生物在醫(yī)療設(shè)備表面的黏附 在醫(yī)療設(shè)備表面包裹抗生素或抗黏附作用的藥物，是一種有效阻止微生物在醫(yī)療設(shè)備表面黏附以及抑制生物被膜形成的策略。但是，僅以抗生素包裹醫(yī)療設(shè)備表面存在以下問(wèn)題：其一，抗生素在體內(nèi)會(huì)發(fā)生降解，因此不能保證醫(yī)療裝置植入體內(nèi)后一直不被致病菌所黏附；其二，醫(yī)療裝置表面所覆蓋的抗生素，可能會(huì)對(duì)材料本身的使用壽命，材料與所植入生命體的相容性等諸多因素造成影響[40]。另外，倘若表面所覆蓋抗生素的濃度較低，不僅無(wú)法有效殺滅微生物，還可能誘導(dǎo)更多耐藥菌株的出現(xiàn)[41]。

目前，許多關(guān)于抗微生物定植及抗微生物黏附藥物遞送系統(tǒng)的研究正在不斷發(fā)展。而脂質(zhì)體凝膠包裹的硅膠導(dǎo)管是其中最具有發(fā)展前景的藥物遞送新材料。實(shí)驗(yàn)表明，將載有環(huán)丙沙星的脂質(zhì)體聚乙二醇凝膠覆蓋于導(dǎo)管表面，可在連續(xù)7 d 的時(shí)間里完全抑制住細(xì)菌在其表面的黏附[38]。將雄性Sprague-Dawley 大鼠腹膜作為由銅綠假單胞菌引起的腹膜炎感染模型，分別將覆蓋有環(huán)丙沙星脂質(zhì)體凝膠的硅樹脂與空白硅樹脂植入大鼠腹膜進(jìn)行比較，植入7 d 后發(fā)現(xiàn)，植入空白硅樹脂的實(shí)驗(yàn)鼠均患有腹膜炎，而植入覆蓋有環(huán)丙沙星脂質(zhì)體凝膠硅樹脂的大鼠并無(wú)腹膜炎感染的跡象。這一顯著差異表明，覆蓋有環(huán)丙沙星脂質(zhì)體凝膠的硅樹脂具有抗銅綠假單胞菌黏附而引起腹膜炎的作用[42]。

3.1.2 脂質(zhì)體作為藥物遞送系統(tǒng)將藥物遞送至生物被膜界面 脂質(zhì)體作為一種藥物遞送的載體，具有靶向定位生物被膜的作用。而脂質(zhì)體的組成成分是影響脂質(zhì)體與生物被膜界面之間相互作用的重要因素。由二肉豆蔻酰磷脂酰膽堿（DMPC）、膽固醇（CH）、雙十八烷基溴化銨（DDAB）制備的陽(yáng)離子脂質(zhì)體以及由DMPC與磷脂酰肌醇（PI）制備的陰離子脂質(zhì)體在運(yùn)送如三氯生等抗菌藥物時(shí)，均與生物被膜有著明顯的靜電相互作用[43]。激光共聚焦顯微鏡可用來(lái)觀察和研究脂質(zhì)體與生物被膜之間的吸附作用。通過(guò)激光共聚焦顯微鏡，可直接觀察到熒光素標(biāo)記的脂質(zhì)體與生物被膜之間的相互作用。在Ahmed 等[44]的實(shí)驗(yàn)中，用羧基熒光素標(biāo)記以卵磷脂（PC）為主要成分合成的脂質(zhì)體。其中，陽(yáng)離子脂質(zhì)體中添加了DDAB，而陰離子脂質(zhì)體中添加了PI。聚乙二醇化的陽(yáng)離子脂質(zhì)體添加了DDAB 及1,2-二棕櫚?；字Ｒ掖及?N-聚乙二醇-2000。激光共聚焦顯微鏡圖像表明，陽(yáng)離子脂質(zhì)體與生物被膜之間的吸附力強(qiáng)于陰離子脂質(zhì)體與生物被膜之間的吸附力。而將聚乙二醇化的陽(yáng)離子脂質(zhì)體與非聚乙二醇化的陽(yáng)離子脂質(zhì)體進(jìn)行對(duì)比試驗(yàn)的結(jié)果表明，聚乙二醇化會(huì)抑制生物被膜與陽(yáng)離子脂質(zhì)體之間的吸附作用。

Robinson 等[45]以 DMPC 與 DDAB 為材料制備了陽(yáng)離子脂質(zhì)體，以 DMPC 與 PI 為材料制備了陰離子脂質(zhì)體。將所制備的兩種不同脂質(zhì)體用于抗生物被膜實(shí)驗(yàn)。實(shí)驗(yàn)結(jié)果表明，生物被膜中不同的微生物與兩種脂質(zhì)體的吸附作用存在強(qiáng)弱差異，但總體而言，生物被膜中的微生物對(duì)陽(yáng)離子脂質(zhì)體的吸附程度較高。例如，將載有抗菌劑三氯生的陽(yáng)離子脂質(zhì)體和陰離子脂質(zhì)體分別用于治療內(nèi)含血鏈球菌（）和唾液鏈球菌（）的生物被膜時(shí)發(fā)現(xiàn)，相比于陰離子脂質(zhì)體，生物被膜對(duì)于陽(yáng)離子脂質(zhì)體的吸收更多，陽(yáng)離子脂質(zhì)體對(duì)生物被膜的作用更強(qiáng)。而陰離子脂質(zhì)體對(duì)血鏈球菌生物被膜的治療較為有效，卻對(duì)唾液鏈球菌所產(chǎn)生的生物被膜幾乎沒(méi)有治療效果。

Drulis-Kawa 等[46-48]檢驗(yàn)了一系列的陽(yáng)離子脂質(zhì)體及陰離子脂質(zhì)體，同樣證實(shí)了陽(yáng)離子脂質(zhì)體更具有抗菌及抗生物被膜的特性。這可能是因?yàn)殛?yáng)離子脂質(zhì)體與細(xì)菌細(xì)胞膜之間有著更強(qiáng)的離子間相互作用。不僅如此，Drulis-Kawa 等還強(qiáng)調(diào)，脂質(zhì)體靶向生物被膜或進(jìn)入生物被膜的特性不僅取決于脂質(zhì)體本身的成分特性，所載藥物的理化性質(zhì)也同樣影響著脂質(zhì)體抗菌及抗生物被膜藥效。Gubernator 等[49]將環(huán)丙沙星、美羅培南及慶大霉素等多種抗生素裝載入由PC、二油酰磷脂酰乙醇胺（DOPE）、2,3-二油酰基-丙基-三甲胺（DOTAP）比例為 3:4:3（mol/mol）構(gòu)成的陽(yáng)離子脂質(zhì)體中，并對(duì)銅綠假單胞菌、肺炎克雷伯菌以及大腸桿菌三種不同細(xì)菌進(jìn)行抑菌實(shí)驗(yàn)。結(jié)果表明，載有環(huán)丙沙星及美羅培南的陽(yáng)離子脂質(zhì)體可在低于藥物自身最低抑菌濃度（MIC）時(shí)便具有較強(qiáng)的殺菌活性，而載有慶大霉素的陽(yáng)離子脂質(zhì)體卻提高了慶大霉素對(duì)以上三種實(shí)驗(yàn)菌治療所需的MIC 值。Gubernator 對(duì)此予以的解釋是，對(duì)于環(huán)丙沙星和美羅培南，陽(yáng)離子脂質(zhì)體與帶負(fù)電革蘭陰性細(xì)菌細(xì)胞外膜的靜電相互作用使得藥物富集于細(xì)菌細(xì)胞表面，有利于藥物擴(kuò)散進(jìn)入細(xì)菌細(xì)胞，到達(dá)各自的作用靶位發(fā)揮藥效。而慶大霉素進(jìn)入細(xì)胞質(zhì)并發(fā)揮藥效，需要有慶大霉素與細(xì)菌細(xì)胞膜發(fā)生離子鍵連接的過(guò)程，而載慶大霉素脂質(zhì)體不能通過(guò)這種方式進(jìn)入細(xì)胞質(zhì)，因此其殺菌作用減弱。

3.2 聚合物藥物遞送系統(tǒng)

聚合物在制藥及醫(yī)療衛(wèi)生行業(yè)有著廣泛的應(yīng)用。許多醫(yī)療器械，如外科手術(shù)縫合線、緩控釋藥物遞送系統(tǒng)以及醫(yī)用組織支架等，均需要以聚合物作為制作材料。聚合物藥物遞送系統(tǒng)有著高效的藥物遞送能力，這樣的載體系統(tǒng)有納米粒、微球、水凝膠等。這些藥物遞送系統(tǒng)已應(yīng)用于牙周炎、骨髓炎以及胞內(nèi)感染的研究和治療[50]。

一些合成聚合物藥物遞送載體所用的聚合物材料本身就具有一定的抗生物被膜能力。據(jù)文獻(xiàn)報(bào)道，聚羧酸甜菜堿甲基丙烯酸甲酯具有破壞銅綠假單胞菌生物被膜的能力，而聚硫代甜菜堿甲基丙烯酸甲酯具有抑制銅綠假單胞菌生成生物被膜的作用[51]。Schaer 等[52]將疏水陽(yáng)性復(fù)合物材料N,N-十二烷基，甲基-聚乙烯亞胺衍生物覆蓋在體內(nèi)骨科矯形所用的鈦或不銹鋼材料醫(yī)療設(shè)備的表面，發(fā)現(xiàn)該材料在體內(nèi)可抑制生物被膜的合成，從而減少感染的發(fā)生。雖然某些聚合物材料本身具有抗菌、抗生物被膜的活性，但是，由于聚合物與細(xì)胞膜之間無(wú)特異選擇性，既能與細(xì)菌細(xì)胞膜結(jié)合，也能與動(dòng)物體內(nèi)正常細(xì)胞膜結(jié)合。因此高劑量聚合物的單獨(dú)用藥往往會(huì)對(duì)哺乳動(dòng)物細(xì)胞產(chǎn)生較大的毒性。因此，聚合物材料在用于治療感染時(shí)往往需要與抗生素聯(lián)合使用，以減少聚合物的使用量，從而降低其毒副作用。

生物可降解微球是一種優(yōu)良的聚合物藥物遞送載體。生物可降解微球可由多種生物相容性聚合物材料合成，其中包括：聚乳酸（PLA）、聚羥基乙酸（PGA）、聚乳酸-羥基乙酸共聚物（PLGA）、聚己內(nèi)酯（PCL）等[53-55]。以聚合物為材料所合成的微球，其降解速率及溶解性取決于聚合物的親疏水性、聚合物的化學(xué)性質(zhì)以及聚合物分子量的大小等因素[56]。牙菌斑是在牙齒表面逐漸沉積的微生物薄膜，微生物的大量滋生是引起牙周炎等口腔疾病的主要因素。牙周炎可通過(guò)手術(shù)或抗生素的全身給藥來(lái)治療。采用全身給藥的治療方式，需要服用高劑量的抗生素才能使其在牙齦處達(dá)到有效的抑菌濃度，這將導(dǎo)致腸胃菌群失調(diào)、耐藥性細(xì)菌滋生等一系列副作用的出現(xiàn)。而通過(guò)聚合物包載藥物進(jìn)行局部治療，在有效治療牙周炎的同時(shí)，可降低全身給藥所帶來(lái)的風(fēng)險(xiǎn)。包載有氯己定、葡萄糖酸氯己定以及氯己定-環(huán)糊精絡(luò)合物的PLGA 微球，便是一種聚合物遞送系統(tǒng)，可有效治療牙齦卟啉單胞菌（）所引起的牙周炎。由于氯己定的水溶性較差，其在PLGA 微球中的釋放速率較慢，但當(dāng)親水性的環(huán)糊精絡(luò)合后，氯己定水溶性改善，其在PLGA 微球中的釋放速率可持續(xù)提高達(dá)兩周之久。在平板擴(kuò)散法實(shí)驗(yàn)中，這種氯己定-環(huán)糊精絡(luò)合物的PLGA 微球可在長(zhǎng)達(dá)7 d 的時(shí)間里有效抑制牙齦卟啉單胞菌的生長(zhǎng)[57]。

聚合物水凝膠也是一種聚合物藥物遞送載體，可實(shí)現(xiàn)抗生素在體內(nèi)的可控釋放。由聚甲基丙烯酸羥乙酯（pHEMA）材料交聯(lián)組成，表面修飾有異氰酸十八酯并載有諾氟沙星的聚合物水凝膠，不僅可以實(shí)現(xiàn)藥物的零級(jí)釋放，且所釋放的諾氟沙星可完全清除植入醫(yī)療裝置表面表皮葡萄球菌（）所形成的生物被膜[58]。Laverty等[59]將抗菌肽載入以pHEMA 為材料的水凝膠中，用以預(yù)防金黃色葡萄球菌（）所引起的腹膜透析感染，并將其與載萬(wàn)古霉素的pHEMA 水凝膠進(jìn)行對(duì)比。實(shí)驗(yàn)結(jié)果表明，水凝膠基質(zhì)可實(shí)現(xiàn)抗菌肽的緩控式釋放。抗菌肽與水凝膠基質(zhì)間的靜電相互作用是實(shí)現(xiàn)抗菌肽緩慢釋放的原因，而抗菌肽釋放速率的減緩有利于其對(duì)生物被膜的分散作用。

慢性骨髓炎是一種常見骨科疾病，其發(fā)生的原因亦與細(xì)菌的生物被膜有關(guān)。目前對(duì)其治療的方法包括手術(shù)治療及抗生素治療兩方面。浸漬有抗生素的骨水泥在為骨愈合提供骨傳導(dǎo)的同時(shí)，也是一種實(shí)現(xiàn)抗生素局部治療的釋藥載體。骨水泥的聚合物合成材料可分為生物可降解材料和生物不可降解材料。聚甲基丙烯酸甲酯（PMMA）是應(yīng)用最早也最為廣泛的生物不可降解骨水泥聚合物材料。慶大霉素、妥布霉素、頭孢菌素等抗生素常被作為PMMA 骨水泥的浸漬抗生素，且均有相應(yīng)的臨床研究[60]。但PMMA 也有其缺陷，由于該材料聚合過(guò)程反應(yīng)溫度高，限制了某些受熱不穩(wěn)定抗生素的應(yīng)用。同時(shí)，由于其不可降解，因此往往需要二次手術(shù)取出[61]?？捎糜谥谱鞴撬嗟纳锟山到獠牧习蛩徕}、磷酸鈣、膠原蛋白、脫鈣骨基質(zhì)等。生物可降解材料的使用避免了二次手術(shù)，但其功能性與PMMA 相比并無(wú)明顯的優(yōu)劣之分[62]。

3.3 金屬納米粒

一些含金屬粒子的納米粒，如銀納米粒（AgNPs）、氟化鎂納米粒（MgF2NPs）等，均具有抑制生物被膜形成的活性。因此，這些金屬納米?？勺鳛樗幬镞f送的載體或作為醫(yī)用植入器械表面的覆蓋材料[63]。

金屬銀本身就有較高的抗菌活性，可用于感染疾病的預(yù)防和治療。而通過(guò)納米技術(shù)制備的銀納米粒亦是一種抗菌活性較高的材料。同時(shí)，諸多文獻(xiàn)也證實(shí)了銀納米粒具有抗生物被膜的能力。銀納米粒的制備方法有化學(xué)還原法、熱分解法、激光燒蝕法及超聲合成法等。銀納米?？沙是蛐?、條形、帶形、立方體形等多種形狀[64]。Kalishwaralal 等[65]考察了銀納米粒對(duì)銅綠假單胞菌以及表皮葡萄球菌生物被膜形成的作用。實(shí)驗(yàn)結(jié)果表明，2 ~ 4 h 的銀納米粒治療將抑制95% 以上生物被膜的生長(zhǎng)。Gurunathan 等[66]對(duì)比考察了抗生素、銀納米粒、抗生素與納米銀聯(lián)用這三種給藥方案的抗菌及抗生物被膜能力，發(fā)現(xiàn)銀納米粒與抗生素的聯(lián)用可顯著提高各自對(duì)銅綠假單胞菌、金黃色葡萄球菌、肺炎鏈球菌等生物被膜產(chǎn)生菌的抑制作用。這表明，納米銀與抗生素的聯(lián)用是一種值得探究的抗生物被膜治療策略。將金屬銀包裹于植入醫(yī)療裝置表面，亦可以發(fā)揮其抑菌、抗生物被膜的作用。用阿拉伯膠包裹的銀納米粒（GA-AgNPs）給藥處理從臨床分離的銅綠假單胞菌生物被膜，結(jié)果表明，GA-AgNPs 對(duì)銅綠假單胞菌的抑制作用呈濃度依賴型，在醫(yī)用導(dǎo)管表面涂有濃度為50 μg/ml 的GA-AgNPs，即可抑制95% 以上的銅綠假單胞菌在其表面的黏附[67]。覆蓋于骨水泥表面[68]及傷口的創(chuàng)傷敷料中[69]的納米銀材料同樣起到了抑制微生物生長(zhǎng)及減少生物被膜形成的作用。

具有抗菌活性的鎂基納米粒包括氧化鎂納米粒及鹵化鎂納米粒兩大類。氧化鎂納米粒比表面積大、正電性強(qiáng)，因此可與帶負(fù)電的微生物有較強(qiáng)的相互作用。同時(shí)，氧化鎂納米粒表面活性氧物質(zhì)的存在也是其具有抗菌活性的重要原因。而鹵化鎂亦可產(chǎn)生活性氧，使得微生物細(xì)胞膜的脂類物質(zhì)發(fā)生超氧化反應(yīng)，進(jìn)而抑制或改變細(xì)胞膜上蛋白的活性[70]。MgF2NPs就是一種可抑制大腸桿菌及金黃色葡萄球菌生長(zhǎng)及生物被膜形成的鎂基納米粒[71]。Lellouche 等[72]將制備好的MgF2NPs 載于玻璃表面，測(cè)試其抗大腸桿菌及金黃色葡萄球菌生物被膜定植能力。激光共聚焦顯微鏡的圖像結(jié)果表明，無(wú)MgF2NPs 表面的玻璃布滿生物被膜，其菌體密度分別高達(dá)12.6 × 1011cfu/cm2和11.6 × 1011cfu/cm2，而表面載有MgF2NPs 的玻璃可顯著抑制生物被膜的黏附，其表面菌體密度僅分別為9.3 cfu/cm2和8.0 cfu/cm2，且有大約半數(shù)的菌體細(xì)胞為死細(xì)胞。

4 小結(jié)與展望

目前，細(xì)菌生物被膜導(dǎo)致的感染性疾病及引發(fā)的耐藥性問(wèn)題仍是抗感染領(lǐng)域亟待解決的重要問(wèn)題。本文綜述了一系列應(yīng)對(duì)生物被膜感染進(jìn)行治療的藥物遞送系統(tǒng)。這些系統(tǒng)雖然物理化學(xué)性質(zhì)各異，但是均發(fā)揮了各自獨(dú)特的優(yōu)勢(shì)，在不同程度上解決了細(xì)菌生物被膜感染和耐藥性的問(wèn)題。它們或是裝載抗菌藥物及抗生物被膜藥物，輔佐藥物遞送，提高藥物抗菌活性，起到分散生物被膜的作用，如載藥陽(yáng)離子脂質(zhì)體等；或是本身具有抗生物被膜能力，附著于某些載體表面，預(yù)防生物被膜的形成，如銀納米粒等。同時(shí)，新型藥物遞送系統(tǒng)在解決生物被膜感染及耐藥性的問(wèn)題上仍存在許多不足。首先，多數(shù)針對(duì)生物被膜的藥物遞送系統(tǒng)，其藥效評(píng)價(jià)僅停留在體外評(píng)價(jià)階段，其體內(nèi)藥效評(píng)價(jià)數(shù)據(jù)仍然缺乏。其次，雖然許多研究學(xué)者證實(shí)了某些藥物遞送系統(tǒng)的確具有抑制細(xì)菌生物被膜形成的活性，但是其對(duì)于哺乳動(dòng)物細(xì)胞的毒性仍有待研究。另外，關(guān)于藥物遞送系統(tǒng)對(duì)生物被膜的分子作用機(jī)制研究尚未成熟。相信，隨著對(duì)生物被膜形成機(jī)制研究的進(jìn)一步深入，將會(huì)發(fā)現(xiàn)更多藥物遞送新靶點(diǎn)。而針對(duì)這些新靶點(diǎn)，設(shè)計(jì)新型的藥物遞送系統(tǒng)，結(jié)合新型抗生素的使用，將會(huì)獲得更加高效的抗生物被膜治療方案。

[1] Heukelekian H, Heller A. Relation between food concentration and surface for bacterial growth. J Bacteriol, 1940, 40(4):547-558.

[2] Costerton JW, Geesey GG, Cheng KJ. How bacteria stick. Sci Ame, 1978, 238(1):86-95.

[3] Hobley L, Harkins C, Macphee CE, et al. Giving structure to the biofilm matrix: an overview of individual strategies and emerging common themes. FEMS Microbiol Rev, 2015, 39(5):649-669.

[4] Arciola CR, Campoccia D, Ravaioli S, et al. Polysaccharide intercellular adhesin in biofilm: structural and regulatory aspects. Front Cell Infect Microbiol, 2015, 5:7.

[5] Bales PM, Renke EM, May SL, et al. Purification and characterization of biofilm-associated EPS exopolysaccharides from ESKAPE organisms and other pathogens. PLoS One, 2013, 8(6):e67950.

[6] Fr?lund B, Palmgren R, Keiding K, et al. Extraction of extracellular polymers from activated sludge using a cation exchange resin. Water Res, 1996, 30(8):1749-1758.

[7] Zhang X, Bishop PL. Biodegradability of biofilm extracellular polymeric substances. Chemosphere, 2003, 50(1):63-69.

[8] Kaplan JB, Velliyagounder K, Ragunath C, et al. Genes involved in the synthesis and degradation of matrix polysaccharide in Actinobacillus actinomycetemcomitans and Actinobacillus pleuropneumoniae biofilms. J Bacteriol, 2004, 186(24):8213-8220.

[9] Das T, Sharma PK, Busscher HJ, et al. Role of extracellular DNA in initial bacterial adhesion and surface aggregation. Appl Environ Microbiol, 2010, 76(10):3405-3408.

[10] Lewenza S. Extracellular DNA-induced antimicrobial peptide resistance mechanisms in Pseudomonas aeruginosa. Front Microbiol, 2013, 4:21.

[11] Mulcahy H, Charron-Mazenod L, Lewenza S. Extracellular DNA chelates cations and induces antibiotic resistance in Pseudomonas aeruginosa biofilms. PLoS Pathog, 2008, 4(11):e1000213.

[12] Sauer K, Camper AK, Ehrlich GD, et al. Pseudomonas aeruginosa displays multiple phenotypes during development as a biofilm.

J Bacteriol, 2002, 184(4):1140-1154.

[13] Mari? S, Vrane? J. Characteristics and significance of microbial biofilm formation. Period Biol, 2007, 109:115-121.

[14] Davies DG, Chakrabarty AM, Geesey GG. Exopolysaccharide production in biofilms: substratum activation of alginate gene expression by Pseudomonas aeruginosa. Appl Environ Microbiol, 1993, 59(4):1181-1186.

[15] Garrett ES, Perlegas D, Wozniak DJ. Negative control of flagellum synthesis in pseudomonas aeruginosa is modulated by the alternative sigma factor AlgT (AlgU). J Bacteriol, 1999, 181(23):7401-7404.

[16] Vasudevan R. Biofilms: microbial cities of scientific significance. J Microbiol Exp, 2014, 1(3):00014.

[17] Davey ME, O'Toole GA. Microbial biofilms: from ecology to molecular genetics. Microbiology Microbiol Mol Biol Rev, 2000, 64(4):847-867.

[18] Sutherland IW. Polysaccharases for microbial exopolysaccharides. Carbohydr Polymers, 1999, 38(4):319-328.

[19] Otto M. Staphylococcal infections: mechanisms of biofilm maturation and detachment as critical determinants of pathogenicity. Annu Rev Med, 2013, 64(1):175-188.

[20] Lindsay D, von Holy A. Bacterial biofilms within the clinical setting: what healthcare professionals should know. J Hosp Infect, 2006, 64(4):313-325.

[21] Holmberg A, Rasmussen M. Mature biofilms of Enterococcus faecalis and Enterococcus faecium are highly resistant to antibiotics. Diagn Microbiol Infect Dis, 2016, 84(1):19-21.

[22] Raad I, Alrahwan A, Rolston K. Staphylococcus epidermidis: emerging resistance and need for alternative agents. Clin Infect Dise, 1998, 26(5):1182-1187.

[23] Tack KJ, Sabath LD. Increased minimum inhibitory concentrations with anaerobiasis for tobramycin, gentamicin, and amikacin, compared to latamoxef, piperacillin, chloramphenicol, and clindamycin. Chemotherapy, 1985, 31(3):204-210.

[24] H?iby N, Bjarnsholt T, Givskov M, et al. Antibiotic resistance of bacterial biofilms. Int J Antimicrob Agents, 2010, 35(35):322-332.

[25] Xie Z, Siddiqi N, Rubin EJ. Differential antibiotic susceptibilities of starved Mycobacterium tuberculosis isolates. Antimicrob Agents Chemother, 2005, 49(11):4778-4780.

[26] Mascio CT, Alder JD, Silverman JA. Bactericidal action of daptomycin against stationary-phase and nondividing Staphylococcus aureus cells. Antimicrob Agents Chemother, 2007, 51(12):4255-4260.

[27] Lázaro-Díez M, Remuzgo-Martínez S, Rodríguez-Mirones C, et al. Effects of subinhibitory concentrations of ceftaroline on methicillin-resistantstaphylococcus aureus (MRSA) Biofilms. PLoS One, 2016, 11(1):e0147569.

[28] Ng M, Epstein SB, Callahan MT, et al. Induction of MRSA biofilm by low-dose β-lactam antibiotics: specificity, prevalence and dose-response effects. Dose Response, 2014, 12(1):152-161.

[29] Costerton JW, Montanaro L, Arciola CR. Biofilm in implant infections: its production and regulation. Int J Artif Organs, 2005, 28(11):1062- 1068.

[30] O'Grady NP, Alexander M, Burns LA, et al. Guidelines for the prevention of intravascular catheter-related infections. Clin Infect Dis, 2011,52(9):e162-e193.

[31] Domenico P, Baldassarri L, Schoch PE, et al. Activities of bismuth thiols against staphylococci and staphylococcal biofilms. Antimicrob Agents Chemother, 2001, 45(5):1417-1421.

[32] Ahearn DG, Grace DT, Jennings MJ, et al. Effects of hydrogel/silver coatings on in vitro adhesion to catheters of bacteria associated with urinary tract infections. Curr Microbiol, 2000, 41(2):120-125.

[33] Tang HJ, Chen CC, Cheng KC, et al. In vitro efficacies and resistance profiles of rifampin-based combination regimens for biofilm-embedded methicillin-resistant staphylococcus aureus. Antimicrob Agents Chemother, 2013, 57(11):5717-5720.

[34] Rabin N, Zheng Y, Opoku-Temeng C, et al. Agents that inhibit bacterial biofilm formation. Future Med Chem, 2015, 7(5):647-671.

[35] Allen TM, Cullis PR. Drug delivery systems: entering the mainstream. Science, 2004, 303(5665):1818-1822.

[36] Sharma A, Sharma US. Liposomes in drug delivery: progress and limitations. Int J Pharmaceutics, 1997, 154(2):123-140.

[37] De Leeuw J, De Vijlder H, Bjerring P, et al. Liposomes in dermatology today. J Eur Acad Dermatol Venereol, 2009, 23(5):505- 516.

[38] DiTizio V, Ferguson GW, Mittelman MW, et al. A liposomal hydrogel for the prevention of bacterial adhesion to catheters. Biomaterials, 1998, 19(20):1877-1884.

[39] Kim HJ, Gias ELM, Jones MN. The adsorption of cationic liposomes to Staphylococcus aureus, biofilms. Colloids Surfaces A: Physicochem Eng Aspects, 1999, 149(1-3):561-570.

[40] Donelli G, Francolini I. Efficacy of antiadhesive, antibiotic and antiseptic coatings in preventing catheter-related infections: review. J Chemother, 2001, 13(6):595-606.

[41] Danese PN. Antibiofilm approaches: prevention of catheter colonization. Chem Biol, 2002, 9(9):873-880.

[42] Finelli A, Burrows LL, DiCosmo FA, et al. Colonization-resistant antimicrobial-coated peritoneal dialysis catheters: evaluation in a newly developed rat model of persistent Pseudomonas aeruginosa peritonitis. Perit Dial Int, 2002, 22(1):27-31.

[43] Catuogno C, Jones MN. The antibacterial properties of solid supported liposomes on Streptococcus oralis biofilms. Int J Pharm, 2003, 257(1-2):125-140.

[44] Ahmed K, Gribbon PN, Jones MN. The application of confocal microscopy to the study of liposome adsorption onto bacterial biofilms. J Liposome Res, 2002, 12(4):285-300.

[45] Robinson AM, Bannister M, Creeth JE, et al. The interaction of phospholipid liposomes with mixed bacterial biofilms and their use in the delivery of bactericide. Colloids Surfaces A: Physicochem Eng Aspects, 2001, 186(1-2):43-53.

[46] Drulis-Kawa Z, Dorotkiewicz-Jach A, Gubernator J, et al. The interaction between pseudomonas aeruginosa, cells and cationic PC:Chol:DOTAP liposomal vesicles versus outer-membrane structure and envelope properties of bacterial cell. Int J Pharm, 2009, 367(1-2): 211-219.

[47] Drulis-Kawa Z, Gubernator J, Dorotkiewicz-Jach A, et al. In vitro antimicrobial activity of liposomal meropenem against Pseudomonas aeruginosa, strains. Int J Pharm, 2006, 315(1-2):59-66.

[48] Drulis-Kawa Z, Gubernator J, Dorotkiewicz-Jach A, et al. A comparison of the in vitro, antimicrobial activity of liposomes containing meropenem and gentamicin. Cell Mol Biol Lett, 2006, 11(3):360-375.

[49] Gubernator J, Drulis-Kawa Z, Dorotkiewicz-Jach A, et al. In vitro antimicrobial activity of liposomes containing ciprofloxacin, meropenem and gentamicin against gram-negative clinical bacterial strains. Lett Drug Des Discov, 2007, 4(4):297-304.

[50] Smith AW. Biofilms and antibiotic therapy: is there a role for combating bacterial resistance by the use of novel drug delivery systems? Adv Drug Deliv Rev, 2005, 57(10):1539-1550.

[51] Gang C, Li G, Hong X, et al. Zwitterionic carboxybetaine polymer surfaces and their resistance to long-term biofilm formation. Biomaterials, 2009, 30(28):5234-5240.

[52] Schaer TP, Stewart S, Hsu BB, et al. Hydrophobic polycationic coatings that inhibit biofilms and support bone healing during infection. Biomaterials, 2012, 33(5):1245-1254.

[53] Rasal RM, Janorkar AV, Hirt DE. Poly(lactic acid) modifications. Prog Polym Sci, 2010, 35(3):338-356.

[54] Woodruff MA, Hutmacher DW. The return of a forgotten polymer: polycaprolactone in the 21st century. Prog Polym Sci, 2010, 35(10): 1217-1256.

[55] Gupta AP, Kumar V. New emerging trends in synthetic biodegradable polymers - polylactide: a critique. Eur Polym J, 2007, 43(10):4053- 4074.

[56] Kumari A, Yadav SK, Yadav SC. Biodegradable polymeric nanoparticles based drug delivery systems. Colloids Surf B Biointerfaces, 2010, 75(1):1-18.

[57] Yue IC, Poff J, Cortés ME, et al. A novel polymeric chlorhexidine delivery device for the treatment of periodontal disease. Biomaterials, 2004, 25(17):3743-3750.

[58] Anderson EM, Noble MS. Sustained release of antibiotic from poly(2-hydroxyethyl methacrylate) to prevent blinding infections after cataract surgery. Biomaterials, 2009, 30(29):5675-5681.

[59] Laverty G, Gorman SP, Gilmore BF. Antimicrobial peptide incorporated poly(2-hydroxyethyl methacrylate) hydrogels for the prevention of Staphylococcus epidermidis-associated biomaterial infections. J Biomed Mater Res A, 2012, 100(7):1803-1814.

[60] Jaeblon T. Polymethylmethacrylate: properties and contemporary uses in orthopaedics. J Am Acad Orthop Surg, 2010, 18(5):297-305.

[61] Webb JC, Spencer RF. The role of polymethylmethacrylate bone cement in modern orthopaedic surgery. J Bone Joint Surg Br, 2007, 89(7):851-857.

[62] Inzana JA, Schwarz EM, Kates SL, et al. Biomaterials approaches to treating implant-associated osteomyelitis. Biomaterials, 2015, 81:58- 71.

[63] Brown AN, Smith K, Samuels TA, et al. Nanoparticles functionalized with ampicillin destroy multiple-antibiotic-resistant isolates of Pseudomonas aeruginosa and Enterobacter aerogenes and methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Appl Environ Microbiol, 2012, 78(8):2768-2774.

[64] Ravindran A, Chandran P, Khan SS. Biofunctionalized silver nanoparticles: advances and prospects. Colloids Surf B Biointerfaces, 2013, 105(6):342-352.

[65] Kalishwaralal K, Barathmanikanth S, Pandian SR, et al. Silver nanoparticles impede the biofilm formation by Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus epidermidis. Colloids Surf B Biointerfaces, 2010, 79(2):340-344.

[66] Gurunathan S, Han JW, Kwon DN, et al. Enhanced antibacterial and anti-biofilm activities of silver nanoparticles against Gram-negative and Gram-positive bacteria. Nanoscale Res Lett, 2014, 9(1):1-17.

[67] Ansari MA, Khan HM, Khan AA, et al. Anti-biofilm efficacy of silver nanoparticles against MRSA and MRSE isolated from wounds in a tertiary care hospital. Indian J Med Microbiol, 2015, 33(1):101-109.

[68] Slane J, Vivanco J, Rose W, et al. Mechanical, material, and antimicrobial properties of acrylic bone cement impregnated with silver nanoparticles. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl, 2015, 48:188-196.

[69] Velázquez-Velázquez J L, Santos-Flores A, Araujo-Meléndez J, et al. Anti-biofilm and cytotoxicity activity of impregnated dressings with silver nanoparticles. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl, 2015, 49:604- 611.

[70] Sawai J, Kojima H, Igarashi H, et al. Antibacterial characteristics of magnesium oxide powder. World J Microbiol Biotechnol, 2000, 16(2): 187-194.

[71] Blecher K, Nasir A, Friedman A. The growing role of nanotechnology in combating infectious disease. Virulence, 2011, 2(5):395-401.

[72] Lellouche J, Kahana E, Elias S, et al. Antibiofilm activity of nanosized magnesium fluoride. Biomaterials, 2009, 30(30):5969-5978.

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2016-09-13

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