賈 偉,趙 焱,錢小紅

(蛋白質(zhì)組學(xué)國家重點實驗室,北京蛋白質(zhì)組研究中心,軍事醫(yī)學(xué)科學(xué)院放射與輻射醫(yī)學(xué)研究所,北京102206)

行波離子遷移質(zhì)譜技術(shù)在蛋白質(zhì)結(jié)構(gòu)研究中的應(yīng)用

賈 偉,趙 焱,錢小紅

(蛋白質(zhì)組學(xué)國家重點實驗室,北京蛋白質(zhì)組研究中心,軍事醫(yī)學(xué)科學(xué)院放射與輻射醫(yī)學(xué)研究所,北京102206)

離子遷移(ion mobility)是一種在分子離子化后,非溶液環(huán)境下的分離技術(shù)。與依靠離子質(zhì)量與電荷比進行分離的質(zhì)譜技術(shù)不同,離子遷移是根據(jù)離子形狀與電荷比實現(xiàn)分離的。因此,離子遷移技術(shù)可以實現(xiàn)對質(zhì)量相同而形狀不同的離子分離,其與質(zhì)譜技術(shù)聯(lián)用可為研究者提供更加豐富的結(jié)構(gòu)信息。最新發(fā)展的行波離子遷移技術(shù)大大提高了靈敏度和分離速度,適用于研究天然濃度條件下的蛋白質(zhì),其在蛋白質(zhì)單體折疊與去折疊以及蛋白復(fù)合體亞基組裝的研究中已嶄露頭角。

離子遷移;行波離子遷移譜;蛋白折疊;蛋白四級結(jié)構(gòu)

1 行波離子遷移質(zhì)譜的特點及結(jié)構(gòu)

蛋白質(zhì)分子通過離子遷移技術(shù)進行分離的過程為:離子化的蛋白質(zhì)(如通過電噴霧離子化)被注入具有一定壓強的惰性氣體和弱電場的離子導(dǎo)向器中,在被電場驅(qū)使移動的過程中與惰性氣體不斷地發(fā)生碰撞,體積較大的離子發(fā)生碰撞的機會多,因此在離子導(dǎo)向器腔中遷移所需的時間較長,最終實現(xiàn)不同種類離子的分離,并記錄相應(yīng)的漂移時間。此外,結(jié)構(gòu)相同但帶有較高電荷的離子,因具有更高的電勢能,移動速度將更快。目前主要有4種離子遷移技術(shù)與質(zhì)譜聯(lián)合使用:漂移時間離子遷移譜(drift-time ion mobility spectrometry,DTIMS)、吸入離子遷移譜(aspiration ion mobility spectrometry,AIMS)、差異離子遷移譜 (differential-mobility spectrometry,DMS)或場不對稱波形離子遷移譜(field-asymmetric waveform ion mobility spectrometry,FAIMS)和行波離子遷移譜(travelling wave ion mobility spectrometry, TWIMS)[1]。其中,最新出現(xiàn)的行波離子遷移技術(shù)的分辨率盡管較低,但其靈敏度好,分離速度快,與質(zhì)譜結(jié)合可用于天然濃度下的蛋白結(jié)構(gòu)分析。離子遷移質(zhì)譜技術(shù)與X射線晶體衍射(X-ray crystallography)及核磁共振技術(shù)(nuclear magnetic resonance spectroscopy)相比,不需要蛋白結(jié)晶或氘代標(biāo)記,并且可以對單體蛋白的折疊、去折疊過程,以及同一蛋白復(fù)合體的不同功能形式的結(jié)構(gòu)及其組裝過程進行分析[2-5]。該技術(shù)正逐漸成為蛋白質(zhì)結(jié)構(gòu)研究中的一種重要手段。

如前所述,離子遷移分離是通過離子與背景氣體分子不斷地碰撞實現(xiàn)的,但在與氣體分子碰撞的過程中,離子動能被冷卻,使其移動速度變慢,導(dǎo)致傳輸時間增長,工作循環(huán)(duty cycle)頻率降低,從而影響樣品的分析靈敏度,不利于與高效液相色譜聯(lián)用分析復(fù)雜樣品。而行波離子遷移采用的疊環(huán)離子導(dǎo)向器(stacked ring ion guide,SRIGs),是由圓心在同一條直線上的多個相同的環(huán)狀電極等間距垛疊排列組成[6-7]。工作時,對導(dǎo)向器施加兩種電壓:在各電極依次傳遞的瞬間直流電壓以及相鄰電極上的反相射頻電壓(radio-frequency,RF)。其中前者產(chǎn)生移動的電場波,推動離子沿導(dǎo)向器軸向前進,保證離子可以快速移動,使傳輸時間縮短,而獲得較好的靈敏度,此外還有助于提高分辨率和減小交叉干擾(cross-talk)[6]。目前唯一商品化的行波遷移質(zhì)譜SYNAPT中的導(dǎo)向器含有122個環(huán)狀電極(孔徑2.5 mm,厚度 0.5 mm,間距 1.5 mm,腔長185 mm,導(dǎo)向器兩末端電極孔徑2 mm),每相隔 6對電極的電極對(即第 1、8、15……對電極,第2、9、16……對電極,以此類推)同步地施加相同的直流脈沖電壓。工作時,直流脈沖電壓依次加至緊鄰的下一個電極上而形成移動的電場,每7個電極就會有一個電壓波沿離子導(dǎo)向器軸向運動。電場波的移動速度為2倍電極間距除以脈沖直流電壓保持時間(如2倍電極間距為3 mm,脈沖保持時間為10μs,則波速為300 m·s-1,單個波通過導(dǎo)向器的時間為530μs,每70μs有一個波移動至導(dǎo)向器出口)。產(chǎn)生的行波電場如海浪一樣連續(xù)不斷地由引導(dǎo)器入口向出口移動,而離子像“沖浪”一樣被推動。可以通過“SIMION模擬”理解離子的運動過程:行電場波推動的離子向前運動,蛋白離子不斷地與導(dǎo)向器中的惰性氣體分子發(fā)生碰撞而使移動減慢,速度逐漸變慢的蛋白離子無法與推動其前進電場波保持同速而被迫“抬升”至電場波頂部并隨之“滾入”后面的電場波谷中,如此周期循環(huán)向前移動。移動性差的離子翻滾次數(shù)多,因此需要較長的時間完成傳輸,不同離子得以分離[6,8]。離子遷移速度主要與電壓波的速度,高度以及背景氣壓相關(guān)。前兩者是實驗時優(yōu)化分離效果的主要調(diào)節(jié)參數(shù)。

在SYNAPT構(gòu)造中,起分離作用的行波疊環(huán)離子導(dǎo)向器(travelling wave SRIGs)前后還各有一個與之結(jié)構(gòu)相似,但長度較短的離子導(dǎo)向器,分別是行波離子導(dǎo)向收集器(trap TWIG)和行波離子導(dǎo)向轉(zhuǎn)移器(transfer TWIG)。前者的作用為聚集離子并將聚集的離子束注入分離離子導(dǎo)向器中;后者將經(jīng)過分離的離子分200批依次傳遞給正交加速飛行時間質(zhì)譜(orthogonal acceleration TOF,oa-TOF)。轉(zhuǎn)移相鄰批次離子的間隔時間被稱為推動周期(pusher period記為tp或tpp)。推動周期的時間長度是由質(zhì)譜的采集范圍決定,采集質(zhì)荷比范圍越大,時間則越長,一般為微秒級(如采集m/z500～3 000需要90μs)。一束經(jīng)過離子遷移分離并被記錄的時間為 200×tp(一般為 15～30 ms,上例中200×90μs=18 ms)。為增強信號,可在一定時間內(nèi)(如1 s內(nèi))將各離子束中相同批次掃描的質(zhì)譜信號對應(yīng)疊加。收集器將離子注入的周期與完成一束離子的采集時間同步(200×tp)[7]。此外,收集器和轉(zhuǎn)移器加上直流碰撞電壓還可以使離子發(fā)生碰撞誘導(dǎo)解離(collision-induced dissociation,CID)產(chǎn)生結(jié)構(gòu)相關(guān)的斷裂。

散射現(xiàn)象對離子的聚焦和傳輸有著非常重要的影響。為提高離子傳輸效率,行波離子遷移技術(shù)在相鄰環(huán)狀電極上還將施加反相射頻電壓,這可在導(dǎo)向器圓柱型內(nèi)腔中形成與其同軸的管狀輻射限制等勢壁壘(radially confining effective potential well)。管狀輻射限制等勢壁壘的“管壁”為均勻的環(huán)形褶皺,“管壁”縱截面形似正旋曲線[6],這種技術(shù)的應(yīng)用可以顯著減少擴散作用造成的離子損失而達到聚焦作用,這是其突出的優(yōu)點。

2 離子遷移技術(shù)的數(shù)據(jù)形式

離子遷移譜直接獲得的數(shù)據(jù)是離子的漂移時間(draft time,tD),其長短反映了離子的碰撞截面(collision cross-section,CCS,用Ω表示)大小。碰撞截面更完整的被稱為旋轉(zhuǎn)平均碰撞截面(rotationally averaged collision cross sections)[5],它是離子形狀的綜合反映。如前所述,碰撞截面小的離子遷移速度快,漂移時間短。離子遷移譜的分離能力采用分辨率(R)衡量,它被定義為特定離子漂移時間分布的中心點時間除以峰半高處的漂移時間寬度(分別以漂移時間和離子信號強度作為橫縱坐標(biāo))。分辨率越高,說明分離能力越強。將離子遷移與質(zhì)譜聯(lián)用后可以得到三維信息,包括離子質(zhì)荷比、漂移時間和信號強度。離子遷移-質(zhì)譜圖(IMMS spectrum)是以質(zhì)荷比(m/z)和漂移時間(ms)作為直角坐標(biāo)系的兩坐標(biāo)軸,并以顏色深淺表示信號強度,示于圖1[9]。

圖1 野生型β2m蛋白在不同pH條件下的離子遷移-質(zhì)譜圖Fig.1 IMS-MS driftscope plots for wild-typeβ2m at different pH(picture from J Am Soc Mass Spectrom,2007,18:2 180-2 190.Copyright with permission from Elsevier)

在離子遷移-質(zhì)譜圖中,同類離子(如多肽離子、寡糖離子)沿同一趨勢線(trend line)分布[1],如帶有相同電荷數(shù)的離子所形成的趨勢線。在質(zhì)荷比作為漂移時間的函數(shù)坐標(biāo)系中,同類分子的高電荷離子趨勢線斜率大于低電荷離子,這對區(qū)分大量單電荷的化學(xué)背景噪音非常有益。另外,離子所屬的趨勢線類別信息也可輔助確認質(zhì)譜鑒定結(jié)果。除各趨勢線的位置關(guān)系提供的信息外,同一趨勢線區(qū)域內(nèi)的不同信號位置同樣蘊含著豐富的信息,如在上述坐標(biāo)中,分布在趨勢線中心偏上方的離子較其同類離子的平均折疊狀態(tài)更為緊密[9]。此外,同一趨勢線在不同條件下的形狀變化也非常值得關(guān)注,如下面將提到的在溶液p H變化至某值,蛋白趨勢線分布突然變寬,提示蛋白變性解折疊過程的突變條件[4]。

3 離子遷移質(zhì)譜的應(yīng)用

3.1 單體蛋白折疊結(jié)構(gòu)分析

離子遷移質(zhì)譜技術(shù)的研究對象是氣相中的離子化蛋白質(zhì),而生命活動中的蛋白質(zhì)多是在液體環(huán)境中的分子,那么離子遷移質(zhì)譜是否可以為天然狀態(tài)的蛋白質(zhì)結(jié)構(gòu)研究提供信息呢?結(jié)果是肯定的。已知通過電噴霧離子化(electrospray ionization,ESI)可使蛋白質(zhì)攜帶多個電荷,這是由質(zhì)子附著于蛋白質(zhì)表面的堿性氨基酸殘基產(chǎn)生的,并與蛋白質(zhì)在液相中的結(jié)構(gòu)相關(guān)。有假說認為,低電荷狀態(tài)的蛋白質(zhì)離子具有或接近天然狀態(tài)的蛋白質(zhì)構(gòu)象。因為天然狀態(tài)的蛋白質(zhì)折疊緊密,較解折疊結(jié)構(gòu),表面只有少數(shù)暴露的堿性氨基酸殘基,因而通過質(zhì)子離子化的程度低。反之,部分去折疊的蛋白質(zhì)因為具有較大的溶液接觸表面積,而在液相至氣相的轉(zhuǎn)換中接受更多的質(zhì)子。許多研究表明,通過控制電噴霧條件可以維持蛋白質(zhì)的構(gòu)象,而且此構(gòu)象在離子化后的短時間內(nèi)也可以保持。離子遷移質(zhì)譜采用的離子化方法及其毫秒級分析速度可以滿足這些要求,因此可以將氣相中的離子化蛋白質(zhì)作為其在溶液環(huán)境中的“鏡像結(jié)構(gòu)”采用離子遷移質(zhì)譜進行研究[10-14]。

Ashcroft等[4]對從中性至酸性溶液環(huán)境中發(fā)生的β2-微球蛋白去折疊過程進行研究,這是使用ESI-TWIMS-MS研究單體蛋白去折疊的一個范例。在溶液酸性逐漸增強的過程中(p H 6.23,4.28,3.54,2.60),β2-微球蛋白在離子遷移-質(zhì)譜圖中的趨勢線由一條增多為三條(分別標(biāo)記為漂移時間最短的A類、稍長的B類和最長的C類離子),漂移時間長的趨勢線所屬的離子荷電數(shù)高,酸性越強攜帶高電荷的離子越多,示于圖1。在溶液p H 6.23時,β2-微球蛋白緊密折疊,蛋白主要為+7和+8以及少量的+6電荷離子。在離子遷移-質(zhì)譜圖的同一趨勢線上,記為A類,在溶液調(diào)至p H 4.28時,離子帶電數(shù)目擴展為+6至+11,其中+7和+8電荷離子仍占多數(shù),而在新出現(xiàn)的+10和+11電荷離子明顯為兩類,其中漂移時間較短的一類與+7、+8電荷離子在一條趨勢線上。較長漂移時間離子的出現(xiàn)表示有不同折疊狀態(tài)類型離子出現(xiàn)(記為B類)。在p H降至3.54時,B類離子更為明顯,而且出現(xiàn)+12、+13、+14電荷離子,并且有漂移時間更長的離子信號隱隱出現(xiàn)。在溶液p H 2.60時,漂移時間更長的C類離子趨勢線清晰可見,并且出現(xiàn)更高帶電狀態(tài)的+15、+16電荷離子。A類離子的帶電數(shù)也增至+12。漂移時間的延長和帶電狀態(tài)的提高表示蛋白從緊密折疊向去折疊狀態(tài)轉(zhuǎn)變。通過分析三類離子在一定p H下的遷移峰面積比,可以判斷蛋白在不同溶液環(huán)境中不同折疊狀態(tài)所占的比例。分析結(jié)果顯示,代表天然狀態(tài)的A類離子在p H 2.5時,仍占全部離子的45%,這與低p H環(huán)境下蛋白質(zhì)很少以天然狀態(tài)存在的理論相矛盾。進一步觀察A類中+8和+7電荷離子的遷移峰隨p H降低而變寬,并在p H 4左右處急劇變寬,提示雖然在p H 6時離子構(gòu)象均勻,但在低p H環(huán)境,代表同一類A趨勢線區(qū)域離子已有部分發(fā)生解折疊。Ashcroft等指出,在p H 2.5環(huán)境下,如果將較高電荷的A類離子作為第4種解折疊狀態(tài),而+7和+8電荷離子看作天然狀態(tài),那么此酸性條件下仍保持天然結(jié)構(gòu)的蛋白占總數(shù)的15%,這與相關(guān)研究一致。進一步對β2-微球蛋白17A突變體和17A/P32G雙突變體研究,發(fā)現(xiàn)在中性條件下,17A突變體的離子遷移-質(zhì)譜圖與野生型相似,提示其未發(fā)生解折疊;而在中性條件下的7A/P32G雙突變體的離子遷移-質(zhì)譜圖與野生型在p H 4.28時相似,表示其在天然環(huán)境中就已經(jīng)有部分蛋白發(fā)生變性。

3.2 蛋白復(fù)合體結(jié)構(gòu)分析

應(yīng)用行波離子遷移質(zhì)譜對蛋白復(fù)合體的高級結(jié)構(gòu)研究是其另一重要的應(yīng)用。除樣品準(zhǔn)備外,實驗主要經(jīng)過3個步驟:1)優(yōu)化待研究蛋白復(fù)合體的離子遷移分離條件(主要對形波高度和速度進行優(yōu)化,以獲得高分辨率數(shù)據(jù));2)利用已知碰撞截面的標(biāo)準(zhǔn)物蛋白,建立在已優(yōu)化條件下的漂移時間與碰撞截面間的函數(shù)關(guān)系;3)獲得研究目標(biāo)蛋白的漂移時間,利用已構(gòu)建函數(shù)計算其碰撞截面,并根據(jù)后者對蛋白復(fù)合體結(jié)構(gòu)建模[9]。

標(biāo)準(zhǔn)物蛋白的碰撞截面可以通過兩種方法獲得:1)對于三維結(jié)構(gòu)已知的標(biāo)準(zhǔn)蛋白可由MOBCAL軟件計算碰撞截面[15-16]。有3種計算方法:(1)投影近似法(progection approximation,PA),這種方法一般會低估大分子的截面積,它是通過對一個分子在各方向的投影均一化,因此沒有考慮分子與背景氣體的相互作用; (2)軌道法(trajectory method),這種方法考慮了各種相互作用,但是計算強度很大;(3)精確硬球散射模型(exact hard-sphere scattering model,EHSS),它使用軌跡計算,雖然忽略了長范圍相互作用,但其結(jié)果與軌道法十分相近[5]。2)采用經(jīng)典的離子遷移方法測量標(biāo)準(zhǔn)蛋白漂移時間后,直接計算其碰撞截面[9,17]。計算方法為:

其中,z是離子帶電數(shù),e是一個電子的電量,kb為玻爾茲曼常數(shù),T為溫度,mI為離子質(zhì)量,mN為中性氣體質(zhì)量,E為電場強度,L為漂移管長度,P為壓力,N為中性氣體數(shù)密度[18-19]。此外,已有公開數(shù)據(jù)源提供可作為標(biāo)準(zhǔn)蛋白的碰撞截面參數(shù),可以直接使用,如Clemmer Cross Section Database[20]。

通過標(biāo)準(zhǔn)品建立相關(guān)函數(shù)這條“彎路”是由于行波遷移中所采用的電場并不是均衡的靜電場,無法利用以上公式直接計算碰撞截面,只能采用標(biāo)準(zhǔn)品的碰撞截面與漂移時間數(shù)據(jù)建立函數(shù)關(guān)系,從而計算蛋白樣品的碰撞截面。通過觀察大量已知數(shù)據(jù),發(fā)現(xiàn)離子的碰撞截面與tDX成比例。其中tD是漂移時間,X是經(jīng)驗常數(shù)。X值與行波電場的高度,速度等許多因素相關(guān)[3,21-24]。Scrivens[25-26]教授實驗室已將校正過程采用Excel軟件編程,公布于國際互聯(lián)網(wǎng),使校正過程易于操作。

在獲得研究目標(biāo)蛋白復(fù)合體的碰撞截面后,可通過結(jié)構(gòu)建模推測相應(yīng)的四級結(jié)構(gòu)。Robinson等[3]采用行波離子遷移質(zhì)譜研究 Trap蛋白(trap RNA binding attenuation protein)復(fù)合體的四級結(jié)構(gòu)是一個具有代表性的工作。Trap蛋白相對分子質(zhì)量約8 000 u,可形成環(huán)狀11聚體,以色氨酸作為輔基,并與RNA結(jié)合。該研究應(yīng)用分子動力學(xué)方法對復(fù)合體進行結(jié)構(gòu)建模,其過程為:采用與亞基直徑近似的球代替 Trap蛋白并以位能面(potential energy surface)驅(qū)動蛋白復(fù)合體從環(huán)形變化至塌陷形結(jié)構(gòu)的模擬,再計算一系列相應(yīng)的理論碰撞截面。研究中,通過實驗碰撞截面數(shù)據(jù)與理論值對比,發(fā)現(xiàn)在缺水環(huán)境的氣相離子條件下,此蛋白復(fù)合體的+19電荷離子仍有相當(dāng)部分保持天然的環(huán)狀結(jié)構(gòu)。研究還發(fā)現(xiàn),雖然在輔基結(jié)合及脫輔基的兩種狀態(tài)下,復(fù)合體的+19電荷離子漂移時間無本質(zhì)差別,但脫輔基形式在電荷狀態(tài)較高的+20電荷離子漂移時間表現(xiàn)出雙峰分裂狀態(tài)(輔基結(jié)合形式仍為單峰),這表明色氨酸輔基的結(jié)合有助于穩(wěn)定復(fù)合體結(jié)構(gòu)。此外,該實驗還發(fā)現(xiàn)一個沒有預(yù)想到的結(jié)果:實驗中,雖然每個亞基的平均電荷所產(chǎn)生的靜電斥力遠不足以使蛋白結(jié)構(gòu)變化,但Trap蛋白復(fù)合體的結(jié)構(gòu)卻表現(xiàn)為與荷電數(shù)相關(guān),示于圖2。通過改變儀器接口處大氣壓下的加速電壓使蛋白復(fù)合體具有不同內(nèi)能。實驗發(fā)現(xiàn)+22電荷離子在低能狀態(tài)下(加速電壓50 V、125 V),漂移時間短,表明結(jié)構(gòu)為緊密塌陷狀態(tài)。內(nèi)能提高后(加速電壓175 V),漂移時間變長,表明碰撞截面大,體積擴張;與之相反,+19電荷離子在低內(nèi)能下碰撞截面最大,為環(huán)狀天然結(jié)構(gòu),而提高加速電壓使復(fù)合體內(nèi)能升高后,碰撞截面變小,說明結(jié)構(gòu)發(fā)生塌陷。以上表明,帶電不同引起的復(fù)合體蛋白結(jié)構(gòu)變化是由于內(nèi)能變化引起的。復(fù)合體攜帶高電荷時,與惰性氣體的碰撞能量積蓄為蛋白復(fù)合體內(nèi)能而導(dǎo)致結(jié)構(gòu)改變。

4 總 結(jié)

行波離子遷移質(zhì)譜技術(shù)不但可以“去除”樣品處理過程中繁雜的化學(xué)試劑產(chǎn)生的噪音信號,而且其靈敏度高和掃描速度快的優(yōu)點對于分析低濃度的生物樣品以及迅速變化的蛋白質(zhì)結(jié)構(gòu)都獨具優(yōu)勢。該技術(shù)與碰撞誘導(dǎo)解離和電子轉(zhuǎn)移解離(electron transfer dissociation,ETD)等碎裂技術(shù)結(jié)合使用,可以提供更多豐富的結(jié)構(gòu)信息。如Chen等[27]在對糖肽的研究中,首先在離子引導(dǎo)收集器中采用低能量優(yōu)先將糖肽的糖鏈部分碎裂,經(jīng)過離子遷移分離后,再在轉(zhuǎn)移器中將分離出的肽段離子(只與一個糖殘基相連)碎裂。這樣通過一次實驗就同時獲得糖鏈及肽段的高質(zhì)量碎片信息。雖然目前的行波離子遷移質(zhì)譜還處在第一代階段,分辨率有待提高(如采用串聯(lián)離子遷移技術(shù)[28-29]),但其在蛋白質(zhì)結(jié)構(gòu)解析,大分子相互作用以及蛋白質(zhì)組學(xué)等方面具有廣闊的應(yīng)用前景,必將被越來越多的研究者青睞。

圖2 不同活化能下脫輔基Trap蛋白的碰撞截面變化Fig.2 Collision cross-section diversification of apo Trap at different activation energy (picture from Science,2005,310:1 658-1 661.Reprinted with permission from AAAS)

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The Application of Travelling Wave Ion Mobility-Mass Spectrometry in Protein Structure Research

J IA Wei,ZHAO Yan,QIAN Xiao-hong
(State Key L aboratory ofProteomics,Beijing Proteome Research Center,Beijing Institute of Radiation Medicine,Beijing102206,China)

Different from mass spectrometry,whose separation is depended on the mass to charge,the ion mobility spectrometry(IMS)separate gaseous ions based on their size and shape.Thus the combination of IMS and MS can provide more information of protein structure.The travelling wave ion mobility spectrometry(TWIMS)is a new member of IMS family with good sensitivity and quick analysis rate.TWIMS-MS is suitable for analyzing the large molecular structure at biological concentration and within biological timescales, and its applications of protein complex structure and protein folding progress research have been paid great attention.

ion mobility;travelling wave ion mobility spectrometry;protein folding;quaternary structure of protein

O 657.63

A

1004-2997(2010)02-0065-07

2009-10-19;

2010-02-09

國家自然科學(xué)基金(20735005、20635010、20875101、30900258),國家重點基礎(chǔ)研究計劃973項目(2007CB914100)資助

賈 偉(1981～),男(漢族),山西人,助理研究員,從事蛋白質(zhì)組學(xué)研究。E-mail:pro-jw@163.com

錢小紅(1955～),女(漢族),江蘇人,研究員,從事蛋白質(zhì)組學(xué)研究。E-mail:qianxh1@yahoo.com.cn