孫石開(kāi)，劉 闖，魯俊鵬，宋永峰，覃健萍

（廣東溫氏食品集團(tuán)有限公司技術(shù)中心禽病室，廣東新興 527439）

禽肺病毒（Avian pneumovirus，APV）在上世紀(jì)70年代于南非首先分離到，隨后研究證實(shí)APV存在A、B、C、D 4個(gè)亞型。APV可以感染多種禽類(lèi)，可導(dǎo)致感染動(dòng)物鼻氣管炎、腫頭征、產(chǎn)蛋下降等疾病，給禽類(lèi)養(yǎng)殖造成嚴(yán)重的危害。目前已經(jīng)建立了一套成熟的APV檢測(cè)系統(tǒng)，但由于APV在感染的宿主體內(nèi)存活的時(shí)間很短，而且主要出現(xiàn)在疾病的早期，這給病毒的分離了很大的困難。目前，對(duì)APV致病機(jī)理和防制還缺乏足夠的認(rèn)識(shí)。因此，本文主要從APV病原學(xué)、病原檢測(cè)和分離、致病機(jī)理、防控等方面的研究介紹目前對(duì)APV研究的進(jìn)展。

1 病原學(xué)

APV又稱(chēng)為火雞鼻氣管炎病毒（Turkey rhinotracheitis virus，TRTV），屬于副粘病毒科肺病毒亞科肺病毒屬，為單股負(fù)鏈RNA病毒，可以引起火雞和一些其他禽類(lèi)上呼吸道疾病。APV感染首先于上世紀(jì)70年代報(bào)道于南非，最初只發(fā)現(xiàn)火雞發(fā)病，但后來(lái)證明在雞群中也有發(fā)生。APV已被證實(shí)參與多病原混合感染的疾病過(guò)程，使疾病感染變得非常復(fù)雜，導(dǎo)致出現(xiàn)高發(fā)病率和不同情況的死亡率。APV感染可導(dǎo)致產(chǎn)蛋禽類(lèi)在生產(chǎn)期出現(xiàn)嚴(yán)重的產(chǎn)蛋下降[1]。APV在世界許多區(qū)域已成為禽類(lèi)養(yǎng)殖的嚴(yán)重威脅，目前只有澳大利亞沒(méi)有APV感染的報(bào)道。

1.1 APV株分型 最初認(rèn)為APV只有一個(gè)血清型，兩個(gè)基因亞型（A和B），通過(guò)核苷酸序列分析和單克隆抗體分析可以有效將兩個(gè)基因型區(qū)分開(kāi)。上世紀(jì)90年代末，又分別從在美國(guó)和法國(guó)鑒定了兩種不同的新型APV株（C型和D型），由此認(rèn)為APV至少存在4種以上基因型或者更多的血清型[2]。1999年，Toquin在法國(guó)從番鴨體內(nèi)分離出一株APV，血清學(xué)和基因分析發(fā)現(xiàn)該病毒分離株與C型APV關(guān)系非常密切[3]。

1.2 APV基因組 APV基因組包含了8個(gè)主要的結(jié)構(gòu)蛋白基因，基因組全長(zhǎng)約為13.4 kb，8個(gè)基因從3'端到5'端排列順序?yàn)镹-P-M-F-M 2-SH-G-L。C型APV F蛋白與A型和B型F蛋白基因之間的氨基酸序列同源性約為72%，而A型和B型APV F蛋白之間的同源性為83%左右。相似的，C型M蛋白與A型和B型之間的氨基酸同源性約為78%，低于A型和B型M蛋白之間89%的同源性。N蛋白在A型和B型之間的同源性為89%，遠(yuǎn)高于C型與兩者之間的同源性[4]。APV G蛋白在A、B、D型病毒株之間的同源性小于40%。而C型G基因仍沒(méi)有相關(guān)的報(bào)道。APV株不同亞型在不同基因之間的亞型多態(tài)性差異研究并不完整，仍有待進(jìn)一步完善。在最近20多年間分離自歐洲的B型APV F蛋白和G蛋白（與其對(duì)應(yīng)的基因）在B型病毒株之間的同源性大于98%，這表明所有的病毒株中的F和G蛋白均具有共同的起源，同時(shí)也表明兩個(gè)蛋白變異的幅度非常小[2]。

2 流行病學(xué)及危害

火雞和雞是APV的主要易感動(dòng)物，此外也有報(bào)道鴨、野雞、珍珠雞、鴕鳥(niǎo)、鵝等其他禽類(lèi)也可感染APV，有些禽類(lèi)雖然不表現(xiàn)明顯的臨床和病理改變，但可出現(xiàn)種禽產(chǎn)蛋量下降。野鳥(niǎo)和海鷗可能是該病毒傳播的重要載體。APV的爆發(fā)存在著明顯的季節(jié)性，主要集中在候鳥(niǎo)遷徙的春季和秋季。盡管感染不同禽類(lèi)的APV株之間存在著一些差異，但有報(bào)道指出某些基因型的APV可以同時(shí)感染不同的禽類(lèi)[2]。APV可能主要通過(guò)空氣媒介傳播，機(jī)體的排泄物具有傳播APV的可能性。盡管有報(bào)道在感染APV的火雞輸卵管中檢測(cè)到病原存在，但APV能否通過(guò)蛋進(jìn)行垂直傳播還有待進(jìn)一步證實(shí)。

感染禽類(lèi)常因?yàn)槔^發(fā)感染出現(xiàn)嚴(yán)重的病理變化，火雞死亡率不超過(guò)2%，而發(fā)病率可以超過(guò)10%以上，對(duì)產(chǎn)蛋火雞生產(chǎn)效率具有明顯影響。雞的易感群的死亡率可到15%，產(chǎn)蛋雞的產(chǎn)蛋量可下降40%。APV感染鴨主要表現(xiàn)為產(chǎn)蛋鴨的產(chǎn)蛋量下降，下降的幅度主要根據(jù)伴隨繼發(fā)感染的病原而呈現(xiàn)不同的變化[3]。

3 致病機(jī)理

APV感染引起的疾病癥狀往往是一種繼發(fā)感染造成的。APV已被證實(shí)參與多病原混合感染的疾病過(guò)程，并與其他的病原協(xié)同導(dǎo)致機(jī)體疾病的加劇。諸如腫頭病，機(jī)體頭部腫大是直接由致病性的大腸桿菌造成的。Marien證實(shí)火雞感染APV后，對(duì)鼻氣管鳥(niǎo)桿菌感染機(jī)體起協(xié)同作用，加劇呼吸癥狀的出現(xiàn)[5]。最近的研究表明APV與鸚鵡熱衣原體有著密切的聯(lián)系，實(shí)驗(yàn)結(jié)果表明感染鸚鵡熱衣原體的機(jī)體常常伴隨有APV的感染，APV可以加劇鸚鵡熱衣原體造成的呼吸道癥狀[6]。比較單獨(dú)免疫APV疫苗與免疫傳染性支氣管炎病毒（IBV）疫苗后再免疫APV后發(fā)現(xiàn)，IBV可干擾APV的復(fù)制，導(dǎo)致APV檢測(cè)出的時(shí)間更晚、檢測(cè)難度更大[2]。

研究表明敲除APV M2、SH、G基因可破壞APV病毒復(fù)制和免疫原性，尤其SH基因[7-8]。研究還發(fā)現(xiàn)，L基因第4 200位核苷酸突變可以導(dǎo)致病毒的毒力增強(qiáng)，同時(shí)促使突變病毒能夠獲得適應(yīng)更高溫度條件的能力[9]。Luo等證實(shí)F蛋白在不同亞型的APV株間并不存在交叉抗原性[10]。Silke等還證明APV在火雞和雞群中存在不同的致病力和傳播途徑，在病毒感染期間兩物種體內(nèi)的局部或者系統(tǒng)免疫反應(yīng)都呈現(xiàn)了不同的變化[11]。病毒的感染可抑制脾細(xì)胞和胸腺細(xì)胞的有絲分裂，上調(diào)IFN-γ和IL10在鼻甲組織的表達(dá)[12]。

4 APV感染的檢測(cè)

4.1 病原檢測(cè)

4.1.1 電鏡檢測(cè)當(dāng)使用負(fù)染色電鏡法檢測(cè)不同細(xì)胞中培養(yǎng)的APV時(shí)，常常可以看到形態(tài)多樣、直徑在20 nm～500 nm的囊膜病毒顆粒，病毒顆粒常呈球形，但也會(huì)出現(xiàn)超過(guò)1 000 nm的纖維狀形式。直徑為14 nm的螺旋形式的核衣殼與病毒囊膜存在7 nm的間距。病毒顆粒的表面緊密地包裹著一層大約15 nm邊緣突起[2]。

4.1.2 免疫組化檢測(cè)通過(guò)免疫組織化學(xué)方法，目前已經(jīng)清楚APV抗原在呼吸道的分布。該方法中的免疫過(guò)氧化物酶（Immunoperoxidase，IP）、免疫熒光（Immunofluorescence，IF）、免疫金染色法（Immunogold staining method）等技術(shù)已經(jīng)被應(yīng)用于檢測(cè)火雞和雞體內(nèi)的APV抗原，IP與IF相比具有許多的優(yōu)點(diǎn)，但僅僅就檢測(cè)APV抗原而言，IF也是非常有效的一種方法[2]。3種主要的免疫組化方法中，IP和IF應(yīng)用最為廣泛。

4.1.3 RT-PCR檢測(cè)RT-PCR已經(jīng)被廣泛地應(yīng)用與APV的病原檢測(cè)中，設(shè)計(jì)鑒別不同亞型APV的RT-PCR比設(shè)計(jì)通用型RT-PCR簡(jiǎn)單得多。但將亞型特異性RT-PCR作為首選的檢測(cè)技術(shù)會(huì)導(dǎo)致當(dāng)有新型APV存在的時(shí)候常常被忽略掉，D型APV就是在法國(guó)存在超過(guò)15年后才被認(rèn)識(shí)到的。因此，B¨ayon建議以保守的N基因作為靶序列，首先設(shè)計(jì)APV通用的RT-PCR檢測(cè)體系。然后，再以G基因?yàn)榘谢蛟O(shè)計(jì)亞型特異性RT-PCR檢測(cè)體系[2]。有研究者比較了直接從干棉簽抽提的RNA與濕棉簽和沉淀物中取下的細(xì)胞抽提的RNA，兩種方法均能成功的檢測(cè)到APV。比較感染APV雞的口腔棉簽、食管棉簽、鼻氣管棉簽發(fā)現(xiàn)，3種棉簽中都能檢測(cè)到相似滴度的病毒，但感染弱毒APV禽類(lèi)除外。感染弱毒APV的禽類(lèi)沒(méi)有流涕癥狀，使用RT-PCR只能在少數(shù)的感染動(dòng)物的鼻氣管棉簽中檢測(cè)到病毒的存在[2]。RT-PCR被廣泛的應(yīng)用于APV的分子流行病學(xué)調(diào)查的研究中。Kwon等使用熒光定量RT-PCR對(duì)流行于韓國(guó)的APV進(jìn)行了檢測(cè)，分析發(fā)現(xiàn)所有的病毒分離株均屬于B型APV[13]。Ongor等采用RT-PCR對(duì)出現(xiàn)癥狀和臨床表現(xiàn)健康的雞群進(jìn)行APV分子流行病學(xué)調(diào)查，結(jié)果發(fā)現(xiàn)，出現(xiàn)癥狀的雞群幾乎全部檢測(cè)為陽(yáng)性，而健康雞群中僅有2.9%的陽(yáng)性率[14]。

4.2 抗體的檢測(cè) APV可誘導(dǎo)火雞和雞體內(nèi)產(chǎn)生抗體反應(yīng)，抗體滴度檢測(cè)可以反映疫苗免疫和野毒感染后機(jī)體的反應(yīng)。目前已經(jīng)發(fā)展了多種用以檢測(cè)APV抗體的技術(shù)，比如IF（用以檢測(cè)血清中和抗體）和ELISA。

4.2.1 免疫熒光檢測(cè)間接免疫熒光已經(jīng)應(yīng)用于APV的抗體檢測(cè)中。有學(xué)者使用感染了APV的氣管環(huán)檢測(cè)采集自人工感染APV和自然感染APV的火雞血清樣品，結(jié)果表明兩種血清與APV的反應(yīng)都具有特異性和敏感性。O'Loan使用生長(zhǎng)在蓋玻片中感染了APV的Vero細(xì)胞作為抗原來(lái)源，成功在英國(guó)出現(xiàn)火雞鼻氣管炎之前檢測(cè)到了北愛(ài)爾蘭商品火雞和雞群體內(nèi)的APV抗體，但使用雙抗夾心生物素-親和素ELISA卻無(wú)法檢測(cè)到這樣的結(jié)果[15]。

4.2.2 中和抗體試驗(yàn)中和抗體檢測(cè)（SN）主要用于檢測(cè)APV的感染。中和抗體試驗(yàn)可應(yīng)用于各種培養(yǎng)系統(tǒng)，包括氣管環(huán)培養(yǎng)（TOC）、組織培養(yǎng)（CEF、CEL、MA104或者Vero）。當(dāng)使用TOC時(shí)，纖毛的脫落是作為病毒感染的指示器，但由于APV需要很長(zhǎng)時(shí)間才能完全導(dǎo)致纖毛脫落。而這一系統(tǒng)最主要的缺點(diǎn)是當(dāng)應(yīng)用C型APV時(shí)，觀(guān)察不到纖毛的脫落，因?yàn)樵撔筒《静荒芤鹄w毛的病變。相比之下，如果使用細(xì)胞培養(yǎng)，細(xì)胞病變（CPE）則是病毒存在的主要指示，在產(chǎn)生CPE之前也需要在細(xì)胞上有一個(gè)適應(yīng)的過(guò)程。不過(guò)，這個(gè)過(guò)程需要的時(shí)間往往只比TOC上的中和試驗(yàn)少一些[2]。在中和抗體試驗(yàn)中采用96孔平板細(xì)胞培養(yǎng)則簡(jiǎn)化了中和抗體試驗(yàn)。

4.2.3 ELISA檢測(cè)ELISA是目前用于APV檢測(cè)最為常用的方法，市場(chǎng)上已經(jīng)有很多商品化的檢測(cè)試劑盒出售。大多數(shù)ELISA采用間接型和阻斷型ELISA。理論上，間接的方法會(huì)更敏感，但阻斷ELISA因?yàn)椴灰蕾?lài)于任何禽類(lèi)特異性的結(jié)合物而更適合作為各種禽類(lèi)血清學(xué)的檢測(cè)工具。大多數(shù)間接ELISA采用酶聯(lián)免疫球蛋白，但生物素-親和素ELISA比傳統(tǒng)的間接ELISA更敏感[2]。

選擇什么樣的APV株作為ELISA檢測(cè)用的抗原是非常重要的。研究發(fā)現(xiàn)，使用3種不同APV株作為包被抗原檢測(cè)血清抗體時(shí)，并不是所有包被的抗原都能夠與血清抗體結(jié)合，這一發(fā)現(xiàn)在中和試驗(yàn)中更為顯著。這一點(diǎn)提示運(yùn)用EILSA檢測(cè)方法時(shí)應(yīng)根據(jù)當(dāng)?shù)亓餍械牟《局昵闆r選擇合適的抗原最為檢測(cè)原，否則可能錯(cuò)過(guò)發(fā)現(xiàn)APV早期感染的診斷時(shí)機(jī)。有研究比較了3種商品化的ELISA檢測(cè)試劑盒，結(jié)果發(fā)現(xiàn)在檢測(cè)同一樣品時(shí)敏感性和特異性都存在很大的差異性[2]。因此，明智的選擇是使用同源性的抗原作為包被抗原。

4.2.4 抗體檢測(cè)方法的比較Baxter-Jones等比較了IF、ELISA和SN在CEF或者CEL培養(yǎng)體系中檢測(cè)自然感染APV火雞群抗體滴度的效能差異。結(jié)果發(fā)現(xiàn)APV感染早期3種方法檢測(cè)的結(jié)果非常相似。IF和SN在感染第5 d、ELISA在第13 d監(jiān)測(cè)到機(jī)體APV抗體量的減少，直到感染后第34 d仍能夠在機(jī)體內(nèi)檢測(cè)到抗體的存在。不過(guò)從檢測(cè)的速度和性能限制分析，ELISA無(wú)疑是APV抗體檢測(cè)的最佳選擇。盡管如此，因?yàn)榭梢灾苯佑^(guān)察到CPE，SN試驗(yàn)則可以更為簡(jiǎn)單、直觀(guān)、快速的檢測(cè)APV。SN試驗(yàn)在CEF和CEL中檢測(cè)APV抗體并沒(méi)有太大的聯(lián)系，前者能獲得更為穩(wěn)定的抗體檢測(cè)滴度[2]。Toquin等比較了ELISA和SN試驗(yàn)檢測(cè)4種不同亞型的結(jié)果，發(fā)現(xiàn)ELISA在區(qū)分不同亞型方面比SN試驗(yàn)更為有效[16]。

5 病毒分離

采用IF、IP、PCR等技術(shù)雖然可以檢測(cè)到病毒的存在，但這些技術(shù)無(wú)法獲得活病毒顆粒。深入的鑒定或者進(jìn)行流行病學(xué)研究，還需要進(jìn)行病毒分離。

5.1 病毒分離的時(shí)間選擇 APV可以在人工感染火雞和雞后1 d后從感染的機(jī)體內(nèi)分離到病毒，滴度的增長(zhǎng)一直持續(xù)到感染后5 d，病毒滴度在感染后3 d～5 d達(dá)到峰值。之后體內(nèi)病毒量急劇下降，感染后10 d～14 d后，體內(nèi)APV幾乎完全消失了。因此，病毒的分離必須在疾病臨床癥狀的早前期，如果錯(cuò)過(guò)這個(gè)時(shí)間，一旦出現(xiàn)明顯的癥狀時(shí)存在于機(jī)體內(nèi)的病毒量將非常低[17]。成功進(jìn)行病毒分離最好的選擇是檢測(cè)確定最初動(dòng)物感染舍后其毗鄰、病毒感染可能發(fā)生的養(yǎng)殖舍內(nèi)的動(dòng)物。

5.2 病毒分離材料的選擇 許多研究都證實(shí)大多數(shù)APV在火雞和雞體內(nèi)主要在鼻氣管組織，少量存在于肺臟和肺泡中。因此，分離APV的材料一般選擇鼻甲骨、鼻竇、氣管組織或者棉簽[12]。Cook等比較了人工感染APV后以采自病毒感染動(dòng)物鼻腔、口腔、咽部的棉簽作為病毒分離材料的有效性時(shí)發(fā)現(xiàn)，3個(gè)部位使用強(qiáng)毒接種后，所分泌的病毒量是相似的。而當(dāng)使用弱毒接種時(shí)，只有少量鼻部分泌物排泄，同時(shí)也只能檢測(cè)到微量的APV[2]。因此，只有當(dāng)有效的收集到各部位的分泌物時(shí)才能夠用于檢測(cè)和分離病毒。

5.3 病毒分離方法 首先在南非從火雞中分離到APV的Buys是使用感染病毒肉雞的竇內(nèi)分泌物的過(guò)濾液接種SPF雛雞，4 d后從接種雞的鼻腔內(nèi)分離到了APV[18]。通過(guò)類(lèi)似的方法，McDougall等先將自然感染APV出現(xiàn)臨床癥狀的火雞呼吸道組織勻漿化，然后稀釋過(guò)濾，最后以過(guò)濾液接種SPF火雞。隨后他們?cè)诮臃N后3 d，制備了這些感染火雞的氣管環(huán)，觀(guān)察環(huán)內(nèi)纖毛的脫落情況，分離出了APV[19]。Picault則是通過(guò)收集感染病雞的呼吸道組織，勻漿過(guò)濾后接種到SPF火雞體內(nèi)，隨后從出現(xiàn)了臨床癥狀的火雞中分離到病毒[2]。

從之前在臨床材料中成功分離的APV分析，大多選擇卵黃囊接種法或者TOC進(jìn)行病原分離。使用卵黃囊法接種6日齡的雞胚，一般在接種大約8 d后收集尿囊液和卵黃囊，再持續(xù)傳代2代～3代后可以觀(guān)察到雞胚出現(xiàn)出血或者死亡。此時(shí)可將蛋胚液收集并接種于細(xì)胞中培養(yǎng)增殖，如Vero細(xì)胞或雞胚成纖維細(xì)胞（CEF）。當(dāng)使用氣管環(huán)分離病毒時(shí)，一般首先將臨床病料在TOC中間隔3 d～4 d盲傳4代，可在接毒后5 d～7d觀(guān)察到纖毛脫落，而最高的病毒滴度出現(xiàn)在接毒后的4 d～5 d。盡管之前南非病毒株和美國(guó)病毒株都通過(guò)卵黃囊接種分離到，但一般更傾向于使用氣管環(huán)進(jìn)行病毒分離。不過(guò)美國(guó)分離的APV并不引起氣管環(huán)纖毛脫落。當(dāng)病毒在其中一個(gè)系統(tǒng)中分離出時(shí)，便可以很容易適應(yīng)在各種細(xì)胞中生長(zhǎng)，例如CEF、CEL、Vero[2]。Patnayak等比較了APV疫苗毒在 BGM-70、MA-104、QT-35、BHK-21、M cCoy、DF-1 和原代火雞CEF中的增殖情況，發(fā)現(xiàn)BGM-70、MA-104中APV的滴度要比對(duì)照中的Vero細(xì)胞更高。除此之外，其他細(xì)胞也都能很好的適應(yīng)APV的培養(yǎng)[20]。也有研究顯示APV在雞胚相關(guān)細(xì)胞系（CER）也具有在Vero細(xì)胞中相似的復(fù)制能力[13]。目前已有報(bào)道使用CEF從人工感染APV的火雞體內(nèi)分離到病毒。Goyal等采用QT-35細(xì)胞原代分離C亞型APV，但需要連續(xù)盲傳5代～7代[21]。在組織培養(yǎng)系統(tǒng)中連續(xù)傳代APV可能致弱病毒。相比APV在氣管環(huán)中連續(xù)傳代超過(guò)100代后，病毒毒力仍然沒(méi)有任何變化[2]。無(wú)論使用哪一種系統(tǒng)分離APV，必須保證APV在其增殖過(guò)程中不同檢測(cè)方法檢測(cè)APV結(jié)果的一致性。

6 防控

目前還沒(méi)有有效的治療手段，加強(qiáng)飼養(yǎng)管理和衛(wèi)生安全防控是廣泛的預(yù)防措施。Garmyn等研究發(fā)現(xiàn)恩諾沙星對(duì)APV與鼻氣管鳥(niǎo)桿菌的混合感染具有一定的治療效果[22]。雛禽、肉禽等生長(zhǎng)階段的禽體主要使用活疫苗進(jìn)行免疫，而種禽，特別是開(kāi)產(chǎn)種禽主要以滅活苗免疫。不同亞型的疫苗具有交叉保護(hù)性，報(bào)道證實(shí)，針對(duì)A和B型的疫苗可以很好保護(hù)C和D型APV感染的動(dòng)物[16]。Cha等采用C型APV弱毒苗進(jìn)行雞胚免疫，雛火雞孵出后攻毒強(qiáng)毒APV，結(jié)果胚胎免疫的火雞可以獲得完全保護(hù)[12]。此外，種雞免疫滅活苗時(shí)輔以（Poly∶IC）也可以使免疫動(dòng)物獲得完全的保護(hù)的效果，并顯著降低野毒在宿主體內(nèi)的復(fù)制滴度[23]。通過(guò)滴鼻、噴霧、飲水的方法免疫APV疫苗的雛雞發(fā)現(xiàn)，噴霧和飲水方式免疫的雛雞比通過(guò)滴鼻方式免疫的雛雞獲得更高的保護(hù)力[24]。但也有研究發(fā)現(xiàn)，T細(xì)胞可抑制A型APV弱毒疫苗的免疫反應(yīng)，導(dǎo)致在田間免疫中會(huì)出現(xiàn)高低不同的疫苗免疫的效果[25]。Ongor等研究發(fā)現(xiàn)，流行B型野毒APV的區(qū)域，A型APV疫苗免疫的雞群中出現(xiàn)呼吸癥狀的比例要比免疫B型APV疫苗的雞群低[14]。此外研究還發(fā)現(xiàn)APV疫苗免疫也可以促使野毒抗原性改變而導(dǎo)致免疫失敗的[26]。因此，Dennis等運(yùn)用特異性針對(duì)APV的抗體治療APV感染雞，結(jié)果顯示感染雞成功獲得了保護(hù)[27]。

7 小結(jié)

總體而言，早期APV抗原和抗體的檢測(cè)對(duì)防制APV感染非常重要，建立完整的檢測(cè)體系、開(kāi)展APV流行病學(xué)監(jiān)控，可以不斷深化對(duì)APV流行規(guī)律的了解，進(jìn)行有效地防控，減少禽類(lèi)養(yǎng)殖業(yè)的損失。此外，APV病毒的分離方法的建立對(duì)于開(kāi)展流行病學(xué)和深入研究APV的致病機(jī)理極其重要，因此探索更為完備的APV病原分離技術(shù)顯得尤為關(guān)鍵。盡管目前已經(jīng)有許多成功分離和檢測(cè)APV的案例，但總體上而言對(duì)APV的認(rèn)識(shí)還非常少。例如，水禽、候鳥(niǎo)等動(dòng)物在APV傳播過(guò)程中作用是什么？與APV有協(xié)同作用的病原有那些？它們是如何協(xié)同使機(jī)體致病的？因此，不斷開(kāi)展對(duì)APV的研究則顯得非常有意義。

[1]Cook JK.Avian pneumovirus infections of turkeys and chickens[J].Vet J,2000,160（2）:118-125.

[2]Cook J K,Cavanagh D.Detection and differentiation of avian pneumoviruses（metapneumoviruses）[J].Avian Pathol,2002,31（2）:117-132.

[3]Toquin D,B¨ayon-Auboyer,M H,Eterradossi,N,et al.Isolation of a pneumovirus from a Muscovy duck[J].Vet Rec,1999,145:680.

[4]Shin H J,Cameron K T,Jacobs JA,et al.Molecular epidem iology of subgroup C avian pneumoviruses isolated in the United States and comparison w ith subgroup a and B viruses[J].JClin Microbiol,2002,40（5）:1687-1693.

[5]Marien M,Nauwynck H,Duchateau L,et al.Comparison of the efficacy of four antim icrobial treatment schemes against experimental Ornithobacterium rhinotracheale infection in turkey poults pre-infected w ith avian pneumovirus[J].Avian Pathol,2006,35（3）:230-237.

[6]Loock MV,Loots K,Zande S V,et al.Pathogenic interactions between Chlamydophila psittaci and avian pneumovirus infections in turkeys[J].Vet Microbiol,2006,112（1）:53-63.

[7]Yu Qing-zhong,Estevez C N,Roth J P,et al.Deletion of the M2-2 gene from avian metapneumovirus subgroup C impairs virus replication and immunogenicity in Turkeys[J].Virus Genes,2011,42（3）:339-346.

[8]Ling R,Sinkovic S,Toquin D,et al.Deletion of the SH gene from avian metapneumovirus has a greater impact on virus production and immunogenicity in turkeys than deletion of the G gene or M2-2 open reading frame[J].J Gen Virol,2008,89（2）:525-533.

[9]Brown P A,Lupini C,Catelli E,et al.A single polymerase（L）mutation in avian metapneumovirus increased virulence and partially maintained virus viability at an elevated temperature[J].J Gen Virol,2011,92（Pt 2）:346-354.

[10]Luo L,Sabara MI,Li Y.Analysis of antigenic cross-reactivity between subgroup C avian pneumovirus and human metapneumovirus by using recombinant fusion proteins[J].Transbound Emerg Dis,2009,56（8）:303-310.

[11]Rautenschlein S,Aung Y H,Haase C.Local and systemic immune responses follow ing infection of broiler-type chickens with avian Metapneumovirus subtypes A and B[J].Vet Immunol Immunopathol,2011,140（1-2）:10-22.

[12]Cha R M,Khatri M,Mutnal M,et al.Pathogenic and immunogenic responses in turkeys followingin ovoexposure to avian metapneumovirus subtype C[J].Vet Immunol Immunopathol,2011,140（1-2）:30-36.

[13]Cosw ig L T,dos Santos MB,Hafez H M,et al.Propagation of avian metapneumovirus subtypes A and B using chicken embryo related and other cell systems[J].J Virol Methods,2010,167（1）:1-4.

[14]Ongor H,Karahan M,Kalin R,et al.Detection of avian metapneumovirus subtypes in turkeys using RT-PCR[J].Vet Rec,2011,166（12）:363-366.

[15]O'Loan C J,Allan G M.The detection of turkey rhinotracheitis virus antigen in formalin fixed,paraffin embedded tissue using a streptavidin-biotin-immunoperoxidase method[J].Avian Pathol,1990,19（2）:401-407.

[16]Toquin D,Bayon-Auboyer MH,Senne D A,et al.Lack of antigenic relationship between French and recent North American non-A/non-B turkey rhinotracheitis viruses[J].Avian Dis,2000,44（4）:977-982.

[17]Cook J K.Avian rhinotracheitis[J].Rev Sci Tech,2000,19（2）:602-613.

[18]Buys S B,du Preez JH,Els H J.The isolation and attenuation of a virus causing rhinotracheitis in turkeys in South Africa[J].Onderstepoort JVet Res,1989,56（2）:87-98.

[19]McDougall J S,Cook J K.Turkey rhinotracheitis:preliminary investigations[J].Vet Rec,1986,118（8）:206-207.

[20]Patnayak D P,Tiwari A,Goyal SM.Grow th of vaccine strains of avian pneumovirus in different cell lines[J].Avian Pathol,2005,34（2）:123-126.

[21]Goyal S M,Chiang S J,Dar A M,et al.Isolation of avian pneumovirus from an outbreak of respiratory illness in Minnesota turkeys[J].JVet Diagn Invest,2000,12（2）:166-168.

[22]Garmyn A,Martel A,Froyman R,et al.Effect of multiple-and single-day enrofloxacin medications against dual experimental infection with avian pneumovirus andEscherichia coliin turkeys[J].Poult Sci,2009,88（10）:2093-2100.

[23]Cha R M,Khatri M,Sharma J M.Protection against avian metapneumovirus subtype C in turkeys immunized via the respiratory tract w ith inactivated virus[J].Vaccine,2011,29（3）:459-465.

[24]Ganapathy K,Bufton A,Pearson A,et al.Vaccination of commercial broiler chicks against avian metapneumovirus infection:a comparison of drinking-water,spray and oculo-oral delivery methods[J].Vaccine,2011,28（23）:3944-3948.

[25]Rubbenstroth D,Rautenschlein S.Comprom ised T-cell immunity in turkeysmay lead to an unpredictable avian metapneumovirus vaccine response and variable protection against challenge[J].Avian Pathol,2010,39（5）:349-357.

[26]Catelli E,Lupini C,Cecchinato M,et al.Field avian metapneumovirus evolution avoiding vaccine induced immunity[J].Vaccine,2011,28（4）:916-921.

[27]Rubbenstroth D,Rautenschlein S.Investigations on the protective role of passively transferred antibodies against avian metapneumovirus infection in turkeys[J].Avian Pathol,2009,38（6）:427-436.