王曉， 黃曉平， 黎玲， 刁勇

(1. 華僑大學 醫(yī)學院， 福建 泉州 362021；2. 泉州師范學院 化工與材料學院， 福建 泉州 362000)

重組腺相關病毒(rAAV)是一種無包膜的單鏈DNA病毒，因自身復制缺陷、基因組結構簡單、免疫原性小等優(yōu)點，被認為是目前最安全的基因治療載體之一[1-2].近年來，rAAV載體作為基因治療載體已在遺傳性疾病、癌癥、干細胞和神經退行性疾病等研究中取得了顯著的治療效果[3-6].目前，世界范圍內有100余項以rAAV為載體的基因藥物已完成或正在進行臨床研究[7].2017年12月，治療遺傳性視網膜病變的基因藥物Luxturna上市[8]，這給基因治療帶來了美好前景.然而，規(guī)模化制備和質量控制等因素制約了rAAV在臨床上的應用，尤其是缺少準確、可靠的rAAV滴度定量標準方法，這使不同實驗室的rAAV劑量由于缺少參比標準而無法進行歸一化處理.

rAAV滴度分為衣殼滴度、基因組滴度、轉導滴度和感染滴度等.目前，臨床劑量通?；趓AAV 載體的基因組滴度，準確地定量載體是藥物獲得最大療效和最小毒性的前提條件[9]，也是不同工藝和不同廠家產品橫向比較的依據[10-11].實時熒光定量聚合酶鏈反應(Q-PCR)是常用的rAAV基因組滴度測定法，但傳統(tǒng)的Q-PCR具有適用范圍窄、易產生系統(tǒng)性誤差和易受雜質干擾等缺點[11-12]；采用酶聯(lián)免疫吸附測定(ELISA)法測定衣殼滴度的價格昂貴，且無法區(qū)分空心病毒；轉導滴度受轉基因和細胞的限制，不具有普適性；感染滴度測定需要腺病毒輔助，再提取細胞DNA，通過Q-PCR測定病毒基因組拷貝數，測定過程繁瑣，尚未廣泛得到應用.腺相關病毒參比標準事務委員會推薦ELISA，Q-PCR，半數組織培養(yǎng)感染劑量(TCID50)等方法一起使用，作為rAAV 檢定的測量方法[13].由于TCID50的測量過程繁瑣、費時費力，故采用轉導方法代替TCID50.基于此，本文采用ELISA，Q-PCR和轉導方法對實驗室制備的rAAV進行定量.

1 材料與方法

1.1 質粒與細胞株

質粒pCMV-ITR-GFP，pH22，pdf6為實驗室保存；細胞株293T購自美國模式菌種收藏中心(ATCC).

1.2 主要試劑

Real-time PCR試劑盒(美國Thermo Fisher公司)；AAV2 Titration ELISA試劑盒(德國PROGEN Biotechnik公司)；RNase(北京市莊盟生物科技公司)；氯化銫(德國Sigma公司)；Benzonase(德國Merk公司)；聚乙烯亞胺(Polyethylenimine，PEI，美國Polysciences公司)；DMEM，1640培養(yǎng)基和胎牛血清(美國Gibco公司).

1.3 rAAV的制備

參照實驗室建立的制備rAAV方法，當293T細胞密度為85%時，進行三質粒共轉染，質粒與PEI按照質量比為1∶3進行混合，靜置后加入293T細胞中；72 h后收獲病毒，進行氯化銫梯度離心分離、透析和濃縮，制備rAAV，共制備3批rAAV，后續(xù)實驗每批重復3次.

1.4 ELISA測定rAAV衣殼滴度

采用AAV2 Titration ELISA試劑盒對rAAV進行定量.首先，將試劑盒中的標準品稀釋至107～109P·mL-1范圍內，以標準樣品濃度的對數值(lgCs)為橫坐標，以其光密度的對數值(lgD)為縱坐標，繪制rAAV標準曲線(圖1).然后，將rAAV2原液進行稀釋，按照說明書進行操作，酶標儀讀取光密度D450，通過標準曲線計算rAAV2衣殼滴度.

圖1 rAAV標準曲線

1.5 Q-PCR測定rAAV基因組滴度

以GFPF5′-GAGCGCACCATCTTCTTCAA-3′；GFPR5′-TCCTTGAAGTCGATGCCCTT-3′為引物，以SYB-R Green為染料，反應體系為25 μL，反應條件為94 ℃變性20 s，60 ℃退火延伸40 s，40個反應循環(huán).

1.6 轉導滴度的測定

制備293T細胞懸液密度為1×105個·mL-1，按照100 μL·孔-1接種至96孔板，待細胞貼壁后加入rAAV；取10 μL病毒原液，按10倍進行梯度稀釋，取10 μL稀釋后的rAAV加入96孔板中；4 h后，更換為新鮮培養(yǎng)液并添加丁酸鈉；24 h后，觀察熒光表達情況，在最高稀釋梯度的孔中計算綠色熒光細胞數目，可得rAAV的轉導滴度.

2 結果與分析

2.1 rAAV衣殼滴度

rAAV標準曲線的回歸方程為y=0.915x-8.032，相關系數R2=0.998，根據標準曲線計算3批包裝、純化的rAAV的衣殼滴度，結果如表1所示.表1中：SD為標準差.由表1計算可知：3批rAAV平均衣殼滴度為3.65×1013P·mL-1；不同批次制備得到的rAAV產量相差2倍左右，這是因為rAAV在制備過程中受到細胞狀態(tài)、數目、轉染條件和純化工藝等的影響.

表1 不同批次的rAAV衣殼滴度

2.2 rAAV基因組滴度

以質粒pAMG-EGFP為標準品，繪制Q-PCR擴增曲線和標準曲線，如圖2所示.圖2中：ΔRn為產物的熒光值；C為循環(huán)次數；Ct為擴增過程中，擴增產物的熒光信號達到設定的閾值時，熒光值對應的PCR循環(huán)次數；R2=0.998.依據標準曲線計算3批rAAV基因組滴度，結果如表2所示.由表2計算可知：3批rAAV平均基因組滴度為8.67×1011GC·mL-1.ELISA方法測得的rAAV不僅包括實心病毒、空心病毒，還包括不完整病毒.因此，ELISA測定的衣殼滴度一般比基因組滴度大，衣殼滴度與基因組的比值P/GC能體現(xiàn)rAAV在包裝和純化過程中的工藝優(yōu)劣.腺相關病毒參比標準事務委員會推出AAV2標準品的P/GC為28，而實驗室制備的3批rAAV的P/GC分別為42.16，40.33，42.61(平均值為41.70)，與AAV2標準品的P/GC較為接近.

(a) Q-PCR擴增曲線 (b) Q-PCR標準曲線

表2 不同批次的rAAV基因組滴度

2.3 rAAV轉導滴度

以感染復數(MOI)為250∶1，500∶1，1 000∶1分別轉導Hela細胞，其熒光表達情況，如圖3所示.由圖3可知：隨著MOI增大，表達綠色熒光的細胞數目增多.rAAV經過稀釋后轉導293T細胞，觀察表達GFP細胞數目，統(tǒng)計分析得到rAAV轉導滴度，如表3所示.由表3計算可知：3批rAAV平均轉導滴度為9.85×109TU·mL-1.基因組滴度與轉導滴度的比值GC/TU可反映rAAV的轉染、親嗜和表達能力的優(yōu)劣，GC/TU越小，則能力越強.腺相關病毒參比標準事務委員會推出AAV2標準品的GC/TU為64.4，實驗室制備的3批rAAV的GC/TU分別為88.45，88.58，87.58(平均值為88.20)，與AAV2標準品的GC/TU較為接近.

(a) MOI=250∶1 (b) MOI=500∶1 (c) MOI=1 000∶1

表3 不同批次的rAAV轉導滴度

3 討論

目前，多數實驗室對rAAV滴度定量采用Q-PCR方法，但Q-PCR只能測定rAAV包裹的基因組，無法測定空殼rAAV，而空殼rAAV不僅不會表達轉基因，反而會引起免疫反應[14-20].文中利用ELISA，Q-PCR和轉導方法，分別測定rAAV的衣殼滴度、基因組滴度和轉導滴度，并計算其P/GC平均值為41.70，GC/TU平均值為88.20，這與AAV2標準品的P/GC，GC/TU較為接近[21]，表明制備的rAAV質量與標準品相當.

rAAV基因藥物的臨床研究已充分證實其具有有效性和安全性，但臨床試驗仍發(fā)現(xiàn)rAAV衣殼蛋白會引起嚴重的細胞免疫毒性.建立完整的rAAV基因藥物的質量控制體系，降低免疫反應，需要保證rAAV轉基因藥效的同時盡量減少劑量[16]，這要求rAAV的純度高、空殼少、親嗜性高.單一的基因組滴度或轉導滴度無法反映rAAV的質量標準，因此，在rAAV質量標準建立時，需要測定rAAV的衣殼滴度、基因組滴度和轉導滴度，文中研究為rAAV質量標準的建立提供了一種新的思路.