吉妍娟 陳興來 劉晶華

（浙江工業(yè)大學藥學院，浙江 杭州 310014）

0 前言

G-四鏈體是由富含鳥嘌呤（G）的DNA序列通過自身折疊形成的特殊DNA二級結構[1]。該結構通常存在于染色體端粒末端及重要原癌基因的啟動子區(qū)域，包括 c-myc、c-kit、bcl-2、kRAS，VEGF、胰島素基因等[2]。研究表明，某些基因的啟動子區(qū)域在形成G-四鏈體結構后，相應基因的轉錄和表達受到了影響；G-四鏈體的形成可能涉及到體內的一些重要生理過程，比如細胞凋亡、信號傳導和腫瘤發(fā)展等[3]。因此，G-四鏈體被認為是小分子抗腫瘤藥物研發(fā)中的新靶點[4]，而從分子水平考察小分子配體與G-四鏈體DNA作用的技術方法顯得尤為重要。目前，文獻報道中研究G-四鏈體與小分子配體之間相互作用的方法有十余種：紫外光譜、熒光光譜、圓二色譜、凝膠阻滯實驗、表面等離子體共振、熒光共振能量轉移、分子模擬、電噴霧電離質譜、核磁共振、X-射線衍射等。本文根據(jù)每種方法的研究目的進行分類闡述。

1 G-四鏈體結構鑒定技術

富含堿基G的DNA序列能夠在特定的離子強度和pH條件下，四條、兩條單鏈之間或一條單鏈內的G殘基通過Hoogsteen氫鍵形成G-四分體 (G-quartets)，如圖1所示。幾個G-四分體堆積到一起形成一種特殊的二級結構，即G-四鏈體(G-quadruplex)[5]。富含堿基G的DNA序列在不同的環(huán)境條件下主要形成三種典型的構型:平行，反平行和混合G-四鏈體DNA(圖2)。

圖1 四個鳥嘌呤通過Hoogsten氫鍵連接而成的G-四分體

1.1 圓二色譜

圓二色譜（CD）是目前最方便和最直接獲得DNA二級結構的技術，它被廣泛應用于研究G-四鏈體的結構變化。平行型G-四鏈體在265 nm附近有正的最大吸收，240 nm有負的最大吸收；反平行型G-四鏈體在295 nm附近有正最大的吸收，260 nm有負的最大吸收；混合式的G-四鏈體構型則包括了290 nm附近的正吸收以及特征的265 nm附近的肩峰[6]。Jyotirmayee等[7]對含有20個堿基的c-kit2 DNA序列形成的G-四鏈體DNA的特征CD譜圖分析表明，在K+溶液中DNA主要以平行式的G-四鏈體存在。

圖2 不同G-四鏈體結構

1.2 凝膠阻滯實驗

凝膠阻滯實驗（EMSA）方法近來被廣泛用于研究G-四鏈體DNA與小分子配體相互作用的檢測中。一般而言，分子量不同，分子緊密程度不同的DNA片段在同等電壓的作用下通過聚丙烯酰胺凝膠孔徑的速率是不同的[8]。因此，當DNA樣品與小分子配體作用后，誘導形成穩(wěn)定的G-四鏈體結構時，樣品的電泳遷移率與陰性對照相比就會有變化。D Sun[9]等人利用聚丙烯凝膠電泳研究了寡聚核苷酸HTG21在無化合物存在下，幾乎以單體的形式存在，隨著化合物的加入，出現(xiàn)了分子間的G-四鏈體二聚體，當化合物濃度達到30 mM時，二聚體的條帶更加明顯，如圖3所示。

圖3 凝膠電泳分析化合物誘導寡聚核苷酸HTG21的作用

1.3 核磁共振波譜法(NMR法)

對大多數(shù)的寡聚核苷酸所形成的G-四鏈體拓撲結構都能夠運用NMR譜來進行研究，這種技術能提供關于四鏈體的構象和動力學行為的結構信息[10]。NMR研究利用譜圖中可交換質子的共振信號來分析DNA結構。從緩慢交換的鳥嘌呤亞胺氫的數(shù)量可推測DNA鏈的數(shù)量以及G-四分體的數(shù)量和四鏈體的對稱性。亞胺質子化學位移>12.5 ppm表示Watson-Crick堿基對存在(NH…N氫鍵)；亞胺質子化學位移在10.5-12 ppm表示鳥嘌呤的NH…O氫鍵的存在，即形成了G-四分體[11]。

1.4 X-ray晶體衍射分析法

作為唯一可以對結構進行研究的直接方法X-ray晶體衍射技術，在研究G-四鏈體的結構中扮演著一個重要角色。該方法能獲得G-四鏈體及G-四鏈體-配體復合物的精確并詳細的結構信息[12]。X-ray單晶衍射分析所得到的晶體結構非常明確，它能夠給出金屬離子的位置，小分子配體的結合位置，以及溝槽的水合作用情況。但是，有些晶體的結構并不一定是溶液中存在的最優(yōu)、最主要的結構，因為晶格能和結晶條件會影響G-四鏈體結構。

2 研究配體與G-四鏈體結合力的實驗技術

在藥物研發(fā)過程中，針對靶G-四鏈體，為了提高藥物的專一性，發(fā)現(xiàn)特異性較強誘導G-四鏈體形成和使之穩(wěn)定的配體成為研究者們追逐的目標。小分子與不同結構的G-四鏈體作用的親和力不同，對G-四鏈體和雙鏈DNA的選擇性親和能力也不同[13]。因此，研究它們的不同親和力的技術方法是非常重要的。

2.1 表面等離子共振技術

表面等離子體子共振(SPR)技術可以不用任何標記物來考查小分子化合物與DNA之間特異性的相互作用性質，包括它們的結合，解離速率以及它們的親和力等。該方法將待測的DNA通過共價結合方式固定到特定載體上，待測小分子化合物跟隨流動相注射流過固化DNA的表面，小分子不斷地與固定化的DNA結合，通過記錄載體表面的折射應答信號 (Ru)，可以給出出相關動力學參數(shù)（結合常數(shù)、解離常數(shù)）[14]。因此，可以利用SPR技術高通量篩選小分子化合物與目標G-四鏈體結合能力。

2.2 熒光共振能量轉移技術

熒光共振能量轉移(FRET)技術，將寡聚核苷酸的一端標記一個熒光供體 (FAM)，另一端標記了一個熒光受體，即熒光淬滅體 (如TAMRA)。方法原理如圖4所示，當無序的單鏈在K+存在條件下形成G-四鏈體后，熒光供體和受體之間的距離減小，引起供體激發(fā)能量轉移至受體，導致熒光淬滅。反之，當四鏈體結構熔解拆散，受體和供體距離增大，這時就重新產生很高的熒光信號[15]。因此，可利用這一技術能用于研究不同G-四鏈體結構的熱力學穩(wěn)定性 (熔點)，以及評估不同小分子配體對四鏈體結構的穩(wěn)定能力。Jyotirmayee等[16]利用FRET實驗，分析11種化合物對端粒、c-kit四鏈體以及對雙鏈DNA的選擇性識別能力和穩(wěn)定能力。

圖4 熒光共振能量轉移技術原理圖

3 研究配體與G-四鏈體作用模式及計量關系的實驗技術

G-四鏈體DNA具有區(qū)別于雙鏈DNA的特殊幾何構造，導致小分子配體與G-四鏈體結合模式及結合位點的多樣化。研究表明，G-四鏈體DNA與小分子配體結合的位點包括G-四分體、溝槽(groove)、loop和離子通道；結合的模式主要包括：尾部堆積模式、內部嵌插模式和溝槽結合模式[17]（如圖5所示）。為了詳盡探究小分子與G-四鏈體的作用機制，有必要研發(fā)高效、實用及準確的考察配體與G-四鏈體作用模式的實驗技術。

圖5 小分子配體與G-四鏈體的結合模式

3.1 電噴霧質譜技術

電噴霧質譜(ESI-MS)憑借其快速、靈敏等特點被廣泛用于研究小分子配體與G-四鏈體的共價或非共價相互作用。ESI-MS已成功運用于DNA與配體作用的化學計量學研究中。Alessandro等[18]采用電噴霧質譜法分析得出化合物TAS2C與端粒四鏈體以及雙鏈DK66的結合比例分別為1:1和1:2，與c-kit序列結合的計量比為1:1。

3.2 紫外、熒光光譜技術

紫外可見吸收光譜（UV-Vis）是研究小分子與DNA相互作用的一種最簡便、最常用的技術。許多小分子化合物在紫外可見光區(qū)有吸收峰，當小分子與DNA發(fā)生相互作用時，會導致其吸收譜帶變寬、吸收峰紅移及減色效應。當小分子以嵌插方式結合在DNA堿基對之間時，紅移和減色效應要明顯大于溝槽結合和靜電結合作用[19]。熒光光譜法(FS)也是研究小分子化合物與G-四鏈體DNA相互作用的一種簡單技術手段。熒光物質的熒光強度會因為與DNA作用而發(fā)生變化，研究此變化過程可以獲取結合模式、結合常數(shù)、結合位點和分子間距等信息。小分子化合物嵌插到DNA的G-四分體之間中時，由于受到DNA堿基疏水環(huán)境的保護，自身的振動將受到抑制，熒光強度將出現(xiàn)一定程度的增強；靜電結合或溝槽結合則不會限制分子的自由旋轉，熒光強度沒有明顯變化[20]。

3.3 分子模擬技術

近年來，隨著計算機化學技術的發(fā)展、靶標DNA晶體結構的快速增長，分子模擬（Molecular modeling)已經成為虛擬篩選藥物分子，評價配體與受體結合能力和結合模式的一種重要方法。在研究小分子配體與G-四鏈體之間相互作用時，通?？梢允褂脙深愑嬎銠C分子模擬方法，即分子對接和分子動力學模擬[21]。分子對接是按照幾何互補、能量互補以及化學環(huán)境互補的原則來找到受體與配體之間的最佳結合模式。分子動力學是按照分子瞬時的運動狀態(tài)，把相互作用的兩個體系作為一個復合體系，模擬體系之間的非鍵相互作用和體系內部各個構象變化。Wei-Bin Wu等[22]利用分子模擬研究表明，化合物以表面堆垛的模式與G-四鏈體作用，側鏈伸入溝槽穩(wěn)定四鏈體結構，且含有兩條側鏈的化合物與G-四鏈體的結合能力更強。

圖6 化合物與G-四鏈體相互作用的分子模擬

4 結語

本文綜述了研究G-四鏈體結構、小分子誘導并穩(wěn)定G-四鏈體的能力、小分子與G-四鏈體作用模式的技術手段，為設計實驗方案研究小分子和G-四鏈體的作用，以及篩選靶向G-四鏈體的小分子提供了必要的技術支撐及有價值的參考。

[1]Ou T,Lu Y,Tan J,et al.G-Quadruplexes:Targets in Anticancer Drug Design[J].ChemMedChem,2008,3:690-713.

[2]Qin Y,Hurley L H.Structures,folding patterns,and functions of intramolecular DNA G-quadruplexes found in eukaryotic promoter regions[J].Biochimie,2008,90:1149-1171.

[3]Maizels N.Dynamic roles for G4 DNA in the biology of eukaryotic cells[J].Nature Structural Molecular Biology,2006,13:1055-1059.

[4]Shankar B,Laurence H H,Stephen N.Targeting G-quadruplexes in gene promoters:a novel anticancer strategy[J].Nature Reviews Drug Discovery,2011,10:261-275.

[5]Burge S,Parkinson G N,Hazel P,et al.Quadruplex DNA:Psequence,topology and structure[J].Nucleic Acids Res.,2006.34:5402-5415.

[6]Michaela V,Iva K,Janos S,et al.Circular dichroism and guanine quadruplexes[J].Methods,2012,57(1):64-75.

[7]Jyotirmayee D,G Dan Pantos,et al.Synthesis and Binding Studies of Novel Diethynyl-Pyridine Amides with Genomic Promoter DNA G-Quadruplexes[J].Chem.Eur.J.,2011,17:4571-4581.

[8]Nambiar M,Goldsmith G,Moorthy Balaji T,et al.Formation of a G-quadruplex at the Bcl-2 major breakpoint region of the t(14;18)translocation in follicular lymphoma[J].Nucleic Acids Research,2011,39(3):936-948.

[9]Sun D,Zhang R,Yuan F,et al.Studies on characterization,telomerase inhibitory properties and G-quadruplex binding of η6-arene ruthenium complexes with 1,10-phenanthroline-derived ligands[J].Dalton Trans.,2012,41:1734-1741.

[10]M Webba da Sliva,et al.NMR methods for studying quadruplex nucleic acids[J].Methods,2007,43:264-277.

[11]Feigon J,Koshlap K M,Smith F W,et al.1H NMR spectroscopy of DNA triplexes and quardruplexes[J].Methods Enzymol,1995,261:225-255.

[12]Campbell N H,Parkinson G N,et al.Crystallographic studies of quadruplex nucleic acids[J].Methods,2007,43:252-263.

[13]Kieltyka R,Fakhoury J,Moitessier N,et al.Platinum phenanthroimidazole complexes as G-quardruplex DNA slective binders[J].Chemistry a European Journal,2008,14(4):1145-1154.

[14]Xu L,Wu W,Ding J.A pyridyl carboxamide molecule selectively stabilizes DNA G-quadruplex and regulates duplex-quadruplex competition[J].RSC Advances,2012,2:894-899.

[15]Allain C,Monchaud D,et al.FRET templated by G-quadruplex DNA:a specific ternary interaction using an original pair of donor acceptor partners[J].J.Am.Chem.Soc.,2006,128(36):11890-11893.

[16]Jyotirmayee D,Rabindra Nath D,Nagaratna H,et al.Synthesis of Bis-indole Carboxamides as G-Quadruplex Stabilizing and Inducing Ligands[J].Chem.Eur.J.2012,18:554-564.

[17]Haq I,Ladbury J.Drug-DNA recognition:energetics and implications for design[J].J.Mol.Recognit.,2000,13:188-197.

[18]Alessandro A,Marco F,Daniele N,et al.Total Synthesis of Taspine and a Symmetrical Analogue:Study of Binding to G-Quadruplex DNA by ESI-MS [J].European J.Org.Chem.,2013,1:191-196.

[19]Mergny J L,Phan A T,Lacroix L.Following G-quartet formation by UV-spectroscopy[J].FEBS Lett.,1988,435:74-78.

[20]Kumar C V,Asuncion E H.DNA binding studies and site selective fluorescence sensitization of anthryl probe[J].J.Am.Chem.Soc.,1993,115(19):8547-8553.

[21]Sponer J,Spackova N A.Molecular dynamics simulations and their application to four-stranded DNA[J].Methods,2007,43(4):278-290.

[22]Wu W B,Chen S H,Hou J Q,et al.Disubstituted 2-phenyl-benzopyranopyrimidine derivatives as a new type of highly selective ligands for telomeric G-quadruplex DNA[J].Org.Biomol.Chem.,2011,9:2975-2986.