聶迪森,秦衛(wèi)軍,溫偉紅,趙寧寧,師長宏*
(解放軍第四軍醫(yī)大學1.西京醫(yī)院泌尿外科;2.基礎(chǔ)部免疫教研室;3.實驗動物中心,陜西 西安 710032)
據(jù)統(tǒng)計前列腺癌在男性惡性腫瘤中的發(fā)病率居第二位,僅次于肺癌。在西方國家,前列腺癌是男性最常見的惡性腫瘤[1-2]。我國前列腺癌的發(fā)病率雖明顯低于西方國家,但隨著人口老齡化、生活方式西化,以及前列腺特異性抗原(prostate-specific antigen;PSA)作為早期診斷指標的普及,我國前列腺癌的發(fā)病率正在逐年上升[3]。由于前列腺癌為雄激素依賴性腫瘤,激素阻斷是較為理想的治療方案。但隨病情的發(fā)展或轉(zhuǎn)移的發(fā)生,激素依賴性前列腺癌可轉(zhuǎn)變?yōu)榧に胤且蕾囆?,之后產(chǎn)生的去勢抵抗反應會導致原有治療方案失效[4-5]。基于此,在前列腺癌研究中,特異性化療策略、癌基因作用機制以及抗體靶向治療等已經(jīng)成為當前的熱點[6]。雖然有關(guān)前列腺癌發(fā)生發(fā)展的分子機制及臨床治療研究取得了較大的突破,但由于缺少有效的體內(nèi)實驗模型,導致基礎(chǔ)研究成果向臨床應用的轉(zhuǎn)化受到嚴重阻礙。據(jù)文獻報道,在已完成臨床前實驗的抗前列腺癌新藥中只有5%的藥物通過了美國食品藥物管理局(Food and Drug Administration;FDA)的批準[7]。目前迫切需要能夠更好復制腫瘤異質(zhì)性,保持原代腫瘤在分子、基因和病理水平上復雜性的體內(nèi)模型;需要能夠更好反應抗腫瘤藥物臨床療效的前列腺癌實驗模型,為抗前列腺癌的研究提供良好的試驗平臺。本綜述總結(jié)了目前已建立的前列腺癌體內(nèi)模型,著重介紹人源性前列腺癌移植瘤模型的研究進展,并探討其在腫瘤靶向治療和個體化治療中的應用。
動物源性前列腺癌模型模型主要包括兩類:一類是在衰老的猿類或犬類體內(nèi)自發(fā)形成的腫瘤模型;另一類是在小鼠體內(nèi)通過激素、化學藥物、物理因素等誘導形成的腫瘤模型[8]。這些模型對早期前列腺癌發(fā)生發(fā)展的研究做出了重要貢獻,但由于動物和人的前列腺癌組織在解剖及生理結(jié)構(gòu)上存在著一定差異,使得這些模型無法完全反應出人體腫瘤復雜的生物學特性。另外,這些模型存在制備周期長、成功率低、影響因素多等問題[9]。
前列腺癌細胞系移植模型是在免疫缺陷小鼠皮下注射培養(yǎng)的人源性前列腺癌細胞(如 LNCaP、PC3、DU145細胞等),或是將腫瘤細胞與基質(zhì)細胞混合后一并注射于免疫缺陷小鼠[10]。注射部位可選擇尾靜脈、脛骨骨髓腔、心室腔、前列腺原位等,以建立不同用途的模型[11]。細胞系移植瘤模型具有制備簡便、成功率高、移植瘤性質(zhì)明確等優(yōu)點,對于前列腺癌的機制研究具有重要價值。文獻報道利用前列腺癌細胞系LNCaP和LAPC-4建立的前列腺癌移植瘤模型已成功用于臨床藥物研究[12]。Kochuparambil等[13]發(fā)現(xiàn)對PC3移植瘤裸鼠使用辛伐他汀能夠抑制腫瘤生長,并降低其PSA水平,其中腫瘤生長的抑制與Akt蛋白激酶活性的降低有關(guān)。為長期使用辛伐他汀以控制前列腺癌的治療方案提供了實驗依據(jù)。
盡管該類模型在部分研究中取得了成功,但在臨床抗腫瘤藥物研究中仍存在嚴重缺陷,主要是細胞系在體外培養(yǎng)過程中逐漸表現(xiàn)出同質(zhì)性,這與臨床獲得的原始腫瘤表現(xiàn)出的異質(zhì)性有顯著差別。此外,細胞系移植瘤與原始腫瘤的組織結(jié)構(gòu)明顯不同,導致細胞系移植瘤模型不能精確地反應出腫瘤細胞復雜的理化特性和原始腫瘤所具有的特定微環(huán)境[14-15]。
基于小鼠基因與人類基因相似度可達99%的特點,轉(zhuǎn)基因小鼠模型主要是將與前列腺癌有關(guān)的特定基因轉(zhuǎn)移至小鼠體內(nèi),建立相應的動物模型,可用于研究前列腺癌發(fā)生和轉(zhuǎn)移機制,研究抗腫瘤藥物的作用機制及藥效動力學等[16]。早先的前列腺癌轉(zhuǎn)基因小鼠(transgenic adenocarcinoma mouse prostate;TRAMP)模型被用于前列腺上皮細胞內(nèi)多種癌基因的功能研究[17]。目前有報道稱由于FVBTRAMP模型獲得神經(jīng)內(nèi)分泌前列腺癌的發(fā)生率高,利用FVB-TRAMP和B6-TRAMP的模型差異來研究神經(jīng)內(nèi)分泌前列腺癌具有的特異基因[18]。轉(zhuǎn)基因小鼠模型的優(yōu)點在于能夠在分子水平精確地反應出腫瘤各階段的生物學特點、細胞分子機制以及腫瘤進展過程等。但是由于目的基因的表達不穩(wěn)定、鼠源性腫瘤的異質(zhì)性、復雜的影響因素以及昂貴的建模投入,使得轉(zhuǎn)基因模型較難大規(guī)模的開展和使用[19]。
人源性前列腺癌移植瘤(patient derived prostate tumor xenograft,PDPTX)是將臨床患者新鮮的前列腺癌組織直接移植于免疫缺陷小鼠(裸鼠、SCID鼠等)體內(nèi)建立而成的[16]。該種模型能很好地復制患者腫瘤的異質(zhì)性,并保持了人類腫瘤在分子學、基因?qū)W和病理學的復雜性。同時該種模型還保留了原發(fā)腫瘤的微環(huán)境和組織結(jié)構(gòu),較好的解決了細胞系移植瘤模型存在的問題,為前列腺癌研究提供了一個更為理想的體內(nèi)模型,特別是在新型藥物篩選、個體化治療的評估方面具有不可取代的優(yōu)勢[20]。由于該種模型是將腫瘤組織同時種植于多個小鼠體內(nèi),使得建立不同發(fā)展階段的前列腺癌模型成為可能,極大地促進了不同時期分子變化所誘發(fā)的腫瘤轉(zhuǎn)移機制和藥物抵抗機制的研究。有文獻形象的將人源性前列腺癌移植瘤模型比作是患者的藥物實驗替身[21]。
與其他體內(nèi)模型相比,人源性前列腺癌移植瘤(PDPTX)模型的優(yōu)勢主要體現(xiàn)在以下方面:①穩(wěn)定保存了原發(fā)腫瘤的分子遺傳、組織結(jié)構(gòu)和基因表型等特征,為相關(guān)研究提供準確的實驗模型;②由于腫瘤細胞不經(jīng)體外培養(yǎng),所以能夠較好地保留腫瘤組織中間質(zhì)和干細胞等成份,保存了原始的腫瘤微環(huán)境,使得對腫瘤生長環(huán)境的研究成為可能;③由于保留了原代腫瘤的異質(zhì)性(特別是腫瘤組織中的血管內(nèi)皮細胞),更有利于進行生物標志物的評估(如靶向治療中內(nèi)皮標志物的研究);④由于移植瘤能客觀模仿原代腫瘤,因此可用于篩選抗腫瘤藥物的敏感性并分析病人的預后,實現(xiàn)前列腺癌的個性化治療[20-23]。
PDPTX模型的移植方式主要有皮下、前列腺原位和腎包膜移植三種[24]。據(jù)此可將PDPTX模型分為三類,即前列腺癌皮下移植瘤、原位移植瘤和腎包膜下移植瘤,三類移植瘤模型具有不同的優(yōu)缺點。
皮下移植瘤模型是將新鮮的人前列腺癌組織碎塊包埋于免疫缺陷小鼠皮下建立而成。其優(yōu)點是易于移植操作,方便觀察移植瘤的生長,這是目前大多數(shù)研究常用的方法[24]。但這種模型由于腫瘤移植部位缺乏豐富的血管和營養(yǎng)供應,導致移植成功率較低。有文獻報道相同的移植條件下分別對6只小鼠進行皮下和腎包膜下移植,結(jié)果皮下移植只有1只小鼠形成移植瘤,而腎包膜下移植6只小鼠全部形成移植瘤[25]。同時,皮下移植模型較少發(fā)生轉(zhuǎn)移,且成功率與腫瘤的惡性程度明顯相關(guān),發(fā)生轉(zhuǎn)移或去勢抵抗的腫瘤成功率相對較高,這使得該類模型只能反應原代腫瘤中的小部分瘤群[26]。
原位移植瘤模型是將前列腺癌組織塊通過外科手術(shù)的方法包埋于小鼠的前列腺被膜下建立而成[24]。該模型能夠提供與原始前列腺癌最為相似的生長微環(huán)境及組織結(jié)構(gòu),為腫瘤自發(fā)轉(zhuǎn)移的研究提供了理想平臺。Lin等[27]在患者前列腺癌標本的不同位點獲取組織后建立腎包膜下PDPTX模型,之后將建立成功的移植瘤進行原位移植,發(fā)現(xiàn)第二次建立的原位移植瘤模型出現(xiàn)了轉(zhuǎn)移現(xiàn)象。取轉(zhuǎn)移部位組織進行連續(xù)原位移植,通過多次移植傳代建立了具有轉(zhuǎn)移能力的LTL-220M以及不具有轉(zhuǎn)移能力的LTL-220N和LTL-221N前列腺癌細胞系,為前列腺癌的轉(zhuǎn)移機制研究提供了有力工具[27]。但原位模型手術(shù)操作難度大,移植部位的空間極其有限,嚴重限制了該方法的實際應用[23]。與皮下移植模型一樣,原位移植模型適合用較高病理分級的前列腺癌組織進行建模。
在腎包膜下移植前列腺癌組織建立的PDPTX模型較好地克服了傳統(tǒng)PDPTX模型建模成功率低、低級別腫瘤成瘤難、無法實現(xiàn)移植瘤轉(zhuǎn)移等缺點,有望為新一代的PDPTX模型[23]。
腎包膜下移植的優(yōu)點在于利用腎臟血流為移植瘤提供了豐富的血供,充分的液體壓力和較高的淋巴轉(zhuǎn)移率。在腎包膜下進行移植可使腎臟外部形成一個液體循環(huán)通路,該通路可為移植瘤提供充足的血液灌流、豐富的營養(yǎng)物質(zhì)、激素、生長因子、氧氣等。不僅如此,腎包膜下還能提供相對充足的空間來容納較大體積的移植物[28]。有文獻報道將前列腺良性增生組織分別移植于免疫缺陷小鼠的皮下、前列腺原位和腎包膜下,發(fā)現(xiàn)其移植成功率分別為皮下58%,前列腺原位71.9%,腎膜下93.4%。而前列腺癌組織的移植成功率與其基本一致[29]。
除此之外,腎包膜處良好的血供還能降低宿主對各種腫瘤亞型的篩選壓力。目前認為移植瘤模型中存在細胞異質(zhì)性丟失現(xiàn)象,這是由于原代癌組織中不同細胞亞群對移植過程中缺氧耐受力不同而造成的[30]。腎包膜下良好的血供使原代癌組織中復雜的細胞特異性得到良好保存,包括原代腫瘤的病理生理學、標志物表達、基因表型、雄激素敏感性及轉(zhuǎn)移能力等特性。此外,腎包膜下建立起來的移植瘤比皮下缺氧環(huán)境下建立起來的移植瘤包含更廣泛的腫瘤細胞類型。另外,腎包膜下移植瘤模型建成之后,還能用于建立腫瘤轉(zhuǎn)移模型[27]。
腫瘤靶向治療中最重要的工作之一就是利用相關(guān)靶分子的表達水平差異來進行靶向治療藥物的療效評估。腎包膜下移植瘤模型是臨床前靶向藥物篩選的一個良好的平臺[23]。Dong 等[31]利用腎包膜下移植瘤模型建立了具有轉(zhuǎn)移能力的PCa1-met前列腺癌細胞系和不具有轉(zhuǎn)移能力的PCa2細胞系,在此基礎(chǔ)上,他們通過基因型分析發(fā)現(xiàn)了一個新的與前列腺癌轉(zhuǎn)移相關(guān)的基因ASAP1(ArfGAP with SH3 domain,ankyrin repeat and PH domain 1),相關(guān)的功能學研究表明ASAP1在前列腺癌的轉(zhuǎn)移及侵襲過程中發(fā)揮重要作用,并證實ASAP1的表達水平能夠反應腫瘤的惡性程度[31]。
腎包膜下移植瘤模型在抗腫瘤藥物的安全性驗證中也發(fā)揮著重要作用,特別是對目前尚無統(tǒng)一治療原則的高惡性腫瘤的,如神經(jīng)內(nèi)分泌前列腺癌(neuroendocrine prostate cancer;NePC)。Tung 等[32]利用患者NePC組織建模獲得了LTL352細胞系。同時使用該細胞系研究發(fā)現(xiàn)拓撲異構(gòu)酶I的抑制劑伊立替康聯(lián)合順鉑對難治性的NePC有較好的療效[32]。其中LTL352細胞系建立的腫瘤模型在組織病理及免疫特性方面與原發(fā)腫瘤高度相似。最近LTL352細胞也被用于檢測極光激酶抑制劑PHA-739358對NePC療效研究[33]。此外,以表達雄激素受體(androgen receptor;AR)和PSA為特點的前列腺癌移植瘤細胞系LTL313H被用于轉(zhuǎn)化研究,其中包括研究作用于 AR 的小分子抑制劑 EPI-001[34],以及抗癌候選藥物Aneustat(OMN54)聯(lián)合多西他賽療效的I期臨床試驗[35]。由于能夠較好的表達許多疾病相關(guān)分子,PDPTX模型已經(jīng)成為前列腺癌臨床治療研究中極為重要的實驗工具。
腫瘤組織中通常包含多種癌細胞亞型,它們具有不同的組群數(shù)量,對治療的敏感性也不同。這些不同的細胞特性使得每一個患者對于特定治療方案的反應性也不同因此理想的治療方案應符合個體的特點[22]。但通常情況下,大部分腫瘤治療藥物由于毒性較高而療效又不夠好,使很多患者失去了再次化療的機會。如何選擇療效最好、毒副作用最小且患者可承受的化療方案是目前腫瘤治療研究中所面臨的主要挑戰(zhàn)。因此,建立能夠模擬腫瘤患者狀況并迅速提示患者對治療方案反應性的實驗模型十分必要。通過腎包膜下移植建立的腫瘤模型保留了原代腫瘤的分子異質(zhì)性、病理生理特征,同時它所包含的基質(zhì)組織還能模擬患者體內(nèi)腫瘤細胞之間相互作用的微環(huán)境[23,36],較好的滿足了上述要求。NePC患者的腫瘤細胞中存在著甲硫腺苷磷酸化酶(methylthioadenosine phosphorylase;MTAP)基因缺失的現(xiàn)象,而利用腎包膜 PDPTX移植瘤培養(yǎng)得到的LTL352細胞系中這一基因也是缺失的。Collins等利用該類移植瘤模型,使用硫鳥嘌呤聯(lián)合甲硫腺苷進行治療,發(fā)現(xiàn)實驗小鼠的移植瘤明顯消退,而藥物對小鼠的影響卻不顯著[37],實現(xiàn)了利用模擬NePC患者的小鼠模型進行藥物測試的過程。
綜上所述,隨著我國人口老齡化的加劇以及前列腺癌發(fā)病率的不斷上升,前列腺癌患者的治療和管理已經(jīng)成為我們共同面臨的社會問題。就目前進行的各項前列腺癌研究而言,理想的體內(nèi)模型是必不可少的。PDPTX模型所具有的良好的可復制性、病理生理學的模擬性和臨床的相關(guān)性,為前列腺癌研究提供了良好的實驗平臺。特別是腎包膜下移植瘤模型解決了PDPTX模型自身建模成功率低、低級別腫瘤成瘤困難、無法實現(xiàn)移植瘤轉(zhuǎn)移等缺點,成為更理想的新型PDPTX模型。該類模型將有助于我們在分子和細胞水平研究前列腺癌的發(fā)生和發(fā)展機制;有助于發(fā)展新的前列腺癌治療策略,特別是有助于實現(xiàn)前列腺癌的個體化治療。
[1]Jemal A,Bray F,Center M,et al.Global cancer statistics[J].CA Cancer J Clin,2011,61:69-90.
[2]Siegel R,Ward E,Brawley O,Cancer statistics 2011[J].CA Cancer J Clin,2011,61:212-236.
[3]葉定偉.前列腺癌的流行病學和中國的發(fā)展趨勢[J].中華外科雜志,2006,44:362-364.
[4] 金杰.前列腺外科學.北京:人民衛(wèi)生出版社[M],2013,2:83-149.
[5]Suarez C,Morales-Barrera R,Ramos V.Role of immunotherapy in castration-resistant prostate cancer(CRPC)[J].BJU Int 2014;113:367-375.
[6]Vasaitis TS,Njar VC.Novel,potent anti-androgens of therapeutic potential:recent advances and promising developments[J].Future Med Chem.2010,2(4):667-680.
[7]Gutman S,Kessler LG.The US Food and Drug Administration perspective on cancer biomarker development[J].Nat Rev Cancer 2006,6:565-571.
[8]Ahmad I,Sansom OJ,Leung HY.Advances in mouse models of prostate cancer[J].Expert Rev Mol Med 2008,10:e16.
[9]Roy-Burman P,Wu H,Powell WC.Genetically defined mouse models that mimic natural aspects of human prostate cancer development[J].Endocr Relat Cancer 2004,11:225 -54.
[10]Voskoglou-Nomikos T,Pater JL,Seymour L.Clinical predictive value of the in vitro cell line,human xenograft,and mouse allograft preclinical cancer models[J].Clin Cancer Res 2003,9:4227-4239.
[11]Singh AS.Figg WD.In vivo models of prostate cancer metastasis to bone[J].J Urol,2005,174(3):820 -826.
[12]Klink JC,Tewari AK,Masko EM.Resveratrol worsens survival in SCID mice with prostate cancer xenografts in a cell line specific manner,through paradoxical effects on oncogenic pathways[J].Prostate.2013,73(7):754 -762.
[13]Kochuparambil ST,Al-Husein B.Anticancer efficacy of simvastatin on prostate cancer cells and tumor xenografts is associated with inhibition of Akt and reduced prostate-specific antigen expression[J].J Pharmacol Exp Ther.2011,336:496-505.
[14]Garber K.From human to mouse and back:‘tumorgraft’models surge in popularity[J].J Natl Cancer Inst,2009,101:6 -8.
[15]Firestone B.The challenge of selecting the‘right’in vivo oncology pharmacology model[J].Curr Opin Pharmacol,2010,10(4):391-396.
[16]Wu X,Gong S.Current mouse and cell models in prostate cancer research[J].Endocr Relat Cancer.2013,20(4):R155 -170.
[17]Gingrich JR,Barrios RJ.Androgen-independent prostate cancer progression in the TRAMP model[J].Cancer Res,1997,57:4687-4691.
[18]Chiaverotti T,Couto SS.Dissociation of epithelial and neuroendocrine carcinoma lineages in the transgenic adenocarcinoma of mouse prostate model of prostate cancer[J].Am J Pathol.2008,172:236-246.
[19]Magdalena M,David J.Mouse models of prostate cancer:picking the best model for the question[J].Cancer Metastasis Rev,2014,33:377-397.
[20]Jung J.Human tumor xenograft models for preclinical assessment of anticancer drug development[J].Toxicol Res,2014,30(1):1-5
[21]Tentler JJ,Tan AC.Patient-derived tumour xenografts as models for oncology drug development[J].Nature Rev Clin Oncol,2012,9:338-350.
[22]Malaney P,Nicosia SV,Dave V.One mouse,one patient paradigm:new avatars of personalized cancer therapy[J].Cancer Letters 2014,344(1):1-12.
[23]Lin D,Xue H,Wang Y,et al.Next generation patient-derived prostate cancer xenograft models[J].Asian J Androl,2014,16(3):407-412
[24]Jin K,Teng L,Shen Y,et al.Patient-derived human tumour tissue xenografts in immunodeficient mice:a systematic review[J].Clin Transl Oncol,2010,12(7):473 -480.
[25]Priolo C,Agostini M.Establishment and genomic characterization of mouse xenografts of human primary prostate tumors[J].Am J Pathol.2010,176(4):1901-1913.
[26]Hensley PJ,Kyprianou N.Modeling prostate cancer in mice:limitations and opportunities[J].J Androl,2012,33(2):133-144
[27]Lin D,Bayani J.Development of metastatic and non-metastatic tumor lines from a patient’s prostate cancer specimen — identification of a small subpopulation with metastatic potential in the primary tumor[J].Prostate.2010,70(15):1636 -1644.
[28]Robertson NJ,F(xiàn)airchild PJ,Waldmann H.Ectopic transplantation of tissues under the kidney capsule[J].Methods Mol Biol,2007,380:347-353.
[29]Wang Y,Revelo MP.Development and characterization of efficient xenograft models for benign and malignant human prostate tissue[J].Prostate 2005,64:149 -159.
[30]Tunstead JR,Thomas M,Hornsby PJ.Early events in the formation of a tissue structure from dispersed bovine adrenocortical cells following transplantation into scid mice[J].J Mol Med(Berl)1999,77:666-676.
[31]Lin D,Watahiki A,Liu L,et al.ASAP1,a gene at 8q24,is associated with prostate cancer metastasis[J].Cancer Res 2008,68:4352-4359.
[32]Tung WL,Wang Y,Gout PW,et al.Use of irinotecan for treatment of small cell carcinoma of the prostate[J].Prostate 2011,71:675-681.
[33]Beltran H,Rickman DS.Molecular characterization of neuroendocrine prostate cancer and identification of new drug targets[J].Cancer Dis,2011,1:487 -495.
[34]Andersen RJ,Mawji NR,Wang J,et al.Regression of castraterecurrent prostate cancer by a small-molecule inhibitor of the amino-terminus domain of the androgen receptor[J].Cancer Cell,2010,17:535-546.
[35]Qu S,Wang K,Xue H,et al.Enhanced anticancer activity of a combination of docetaxel and Aneustat(OMN54)in a patient-derived,advanced prostate cancer tissue xenograft model[J].Mol Oncol,2014,8(2):311 -322.
[36]WM van Weerden.Human xenograft models as useful tools to assess the potential of novel therapeutics in prostate cancer[J].Br J Cancer,2009,100:13-18.
[37]Collins CC,Volik SV,Gout PW,et al.Next generation sequencing of prostate cancer from a patient identifies a deficiency of methylthioadenosine phosphorylase,an exploitable tumor target[J].Mol Cancer Ther,2012,11:775 -783.