崔永濤 吳立文 胡時(shí)開(kāi) 任德勇 葛常偉 葉衛(wèi)軍 董國(guó)軍 郭龍彪胡興明
(中國(guó)水稻研究所水稻生物學(xué)國(guó)家重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室,杭州310006;*通訊聯(lián)系人,E-mail:guolongb@m(xù)ail.hz.zj.cn;huxingmingx@126.com)
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水稻半顯性矮稈基因Si-dd 1的表型分析和精細(xì)定位
崔永濤 吳立文 胡時(shí)開(kāi) 任德勇 葛常偉 葉衛(wèi)軍 董國(guó)軍 郭龍彪*胡興明*
(中國(guó)水稻研究所水稻生物學(xué)國(guó)家重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室,杭州310006;*通訊聯(lián)系人,E-mail:guolongb@m(xù)ail.hz.zj.cn;huxingmingx@126.com)
崔永濤,吳立文,胡時(shí)開(kāi),等.水稻半顯性矮稈基因Si-dd1的表型分析和精細(xì)定位.中國(guó)水稻科學(xué),2016,30(2):152-160.
摘 要:以粳稻品種日本晴在組織培養(yǎng)過(guò)程中分離出來(lái)的一個(gè)半顯性矮稈突變體Si-dd1為研究對(duì)象,通過(guò)形態(tài)學(xué)分析,發(fā)現(xiàn)與野生型日本晴相比,矮稈Si-dd1(AA)和半矮稈Si-dd1(Aa)植株的株高降低。結(jié)實(shí)率下降,生育期延長(zhǎng),一次枝梗和二次枝梗增加。激素處理結(jié)果表明突變體Si-dd1(AA)與野生型對(duì)油菜素內(nèi)酯反應(yīng)基本相同,而在高濃度赤霉素處理下,突變體Si-dd1(AA)表現(xiàn)為一定程度上的鈍感。Western blot對(duì)GID2表達(dá)量分析也確定這一結(jié)果。組織切片實(shí)驗(yàn)表明,突變體Si-dd1(AA)相對(duì)于野生型葉片主脈氣孔變小,葉肉細(xì)胞增多,莖維管束數(shù)目增加。遺傳分析結(jié)果表明該突變體基因受一對(duì)核基因控制。進(jìn)一步利用分子標(biāo)記將該基因定位在水稻第6染色體約244kb區(qū)間內(nèi),目前該區(qū)段并未發(fā)現(xiàn)已報(bào)道的矮稈相關(guān)基因。
關(guān)鍵詞:水稻;半顯性;矮稈;遺傳分析;圖位克隆
株高是作物的重要農(nóng)藝性狀之一,與作物抗倒伏、產(chǎn)量等性狀密切相關(guān)。綠色革命是植株半矮化成功利用的典范。目前在水稻育種中廣泛利用的sd1[1]編碼一個(gè)缺陷的GA20氧化酶,該酶突變后植株內(nèi)源赤霉素含量降低,導(dǎo)致了植株半矮化,通過(guò)抗倒伏提高了產(chǎn)量。迄今為止在水稻、小麥、玉米等農(nóng)作物中發(fā)現(xiàn)了很多矮稈突變體,雖然大多數(shù)矮稈突變體無(wú)法直接應(yīng)用到育種中,但是人們通過(guò)研究矮稈材料,對(duì)水稻矮稈的理化機(jī)制有了新的認(rèn)識(shí)。
水稻矮稈突變體的類型非常豐富,迄今為止已經(jīng)發(fā)現(xiàn)了很多矮稈基因,其中大多和激素如赤霉素、油菜素內(nèi)酯、獨(dú)腳金內(nèi)酯等相關(guān)。例如D1、SD1、SUI3、SUI1、DGL1、DBS1、D18、OsCPS1、GID2、GID 1、OsGA 20OX 1、SLR 1、D 35等屬于與赤霉素途徑相關(guān)的矮稈突變體[1-11];基因D1、D61、D-2、SDG725、BRD2、TUD1、BRD1、D11、OsBZR1等參與油菜素內(nèi)酯的合成與信號(hào)傳遞[12-20];基因D3、D10、D-14、HTD1、D53、D-27、FC1等參與獨(dú)腳金內(nèi)酯的合成與信號(hào)傳遞[21-27];而基因OsGH3-2、TDD1等屬于生長(zhǎng)素途徑的突變體[28-29]。此外也發(fā)現(xiàn)了一些與激素不相關(guān)的矮稈基因,例如與細(xì)胞壁合成相關(guān)的矮稈基因D50、OsNST1、OsCD1,突變后都會(huì)導(dǎo)致植物矮化或半矮化[30-32]。這些現(xiàn)象說(shuō)明了水稻的株高受到很多因素的影響,因此,通過(guò)研究水稻矮稈突變體有助于人們更好地了解植株的生長(zhǎng)發(fā)育和形態(tài)建成。
本研究利用在日本晴組織培養(yǎng)過(guò)程中得到的一個(gè)穩(wěn)定遺傳的半顯性矮稈突變體(semi-dominant dwarf1,Si-dd1),對(duì)該突變體的形態(tài)學(xué)特征、對(duì)激素的反應(yīng)以及細(xì)胞形態(tài)進(jìn)行了分析,同時(shí)對(duì)突變基因進(jìn)行了遺傳分析和精細(xì)定位,從而為Si-DD1基因的進(jìn)一步克隆與功能研究奠定了基礎(chǔ)。
1.1 實(shí)驗(yàn)材料
本研究選用的突變體是粳稻品種日本晴在組織培養(yǎng)過(guò)程中分離出來(lái)的一個(gè)半顯性矮稈突變體Sidd1。收獲突變體種子,持續(xù)多代自交種植,確定該突變體能夠穩(wěn)定遺傳,分別收獲矮稈突變體和半矮稈突變體。矮稈突變體是純合體,結(jié)實(shí)率低,產(chǎn)生的后代為完全顯性矮稈;半矮稈突變體是雜合體,結(jié)實(shí)率正常,后代可分離。所有材料均于正季種植于中國(guó)水稻研究所富陽(yáng)實(shí)驗(yàn)基地,種植與管理方法同大田生產(chǎn)。在半矮稈突變體產(chǎn)生的分離群體中隨機(jī)選取野生型(WT)、半矮稈(Si-dd1,Aa)和矮稈(Sidd1,AA)各15株,調(diào)查株高、結(jié)實(shí)率、分蘗數(shù)、一次枝梗數(shù)、二次枝梗數(shù)等農(nóng)藝性狀。每次實(shí)驗(yàn)重復(fù)3次,取平均值。
1.2 遺傳分析和基因定位群體的構(gòu)建
在富陽(yáng)正季用Si-dd1(AA)分別與秈稻品種9311、南京6號(hào)(NJ06)正反交,同年冬天在海南種植F1,收獲F2種子,次年在富陽(yáng)種植F2群體。在F2群體中,分別調(diào)查顯性矮稈、半顯性矮稈和野生型植株的數(shù)目,同時(shí)用半顯性矮稈植株(Si-dd1,Aa)與9311、南京6號(hào)正反交,在F1中調(diào)查顯性矮稈、半顯性矮稈和野生型植株的數(shù)目。利用SAS軟件進(jìn)行相關(guān)數(shù)據(jù)的分析,收取F2群體中高稈和顯性矮稈全部葉片,提取DNA用于分子標(biāo)記分析。
1.3 赤霉素和油菜素內(nèi)酯處理
收獲顯性矮稈Si-dd1(AA)和野生型植株的種子,用濕潤(rùn)的毛巾包好放到37℃培養(yǎng)箱暗培養(yǎng)1~2 d。露白后,選取長(zhǎng)勢(shì)一致的Si-dd1(AA)和野生型的種子均勻播種于沙土中(不添加激素),待水稻幼苗長(zhǎng)至3葉期時(shí),分別選取長(zhǎng)勢(shì)一致的水稻用于水培實(shí)驗(yàn)。水培營(yíng)養(yǎng)液中加入不同濃度的GA3(最終濃度分別為0μmol/L、1×10-8μmol/L、1×10-7μmol/L、1×10-6μmol/L、1×10-5μmol/L、1×10-4μmol/L),以加入等量蒸餾水作對(duì)照,調(diào)pH值至5.0,每隔3d換一次培養(yǎng)液,并用同樣方法添加不同濃度的GA3,依次處理10d后,測(cè)量不同濃度處理后的水稻株高。另隨機(jī)挑選顯性矮稈Si-dd1 (AA)和野生型植株的種子,催芽后播種于沙土中,一周后用不同濃度的油菜素內(nèi)酯(最終濃度分別為0μmol/L、1×10-7μmol/L、1×10-6μmol/L、1× 10-5μmol/L)點(diǎn)于第1葉葉夾角處,一周后觀察第1葉葉夾角變化情況。
1.4 GA處理后GID2的蛋白表達(dá)分析
為了進(jìn)一步探究該突變體在GA信號(hào)傳導(dǎo)途徑中是否起到作用,我們選取了GA信號(hào)傳導(dǎo)途徑中的一個(gè)相關(guān)蛋白GID2作為研究對(duì)象,探究GA處理后GID2的表達(dá)量是否發(fā)生變化。對(duì)不同濃度GA3處理過(guò)后的WT和Si-dd1(AA)分別取樣,并提取蛋白,分別選取0mol/L、1×10-6mol/L、1× 10-4mol/L GA3處理后的WT和Si-dd1(AA)進(jìn)行Western blot分析,方法見(jiàn)文獻(xiàn)[34]。
1.5 石蠟切片分析觀察
在分蘗盛期選取新鮮、生長(zhǎng)正常且有代表性的矮稈Si-dd1(AA)和野生型植株的劍葉以及倒2節(jié)間,用鋒利的刀片用力均勻地切割材料,避免組織破裂,分別將水稻的葉和莖切割成3 mm左右大小。將切下來(lái)的材料立刻置于FAA固定液中(70%酒精∶冰醋酸∶36%甲醛的體積比為18∶1∶1)固定,此后石蠟切片具體操作方法見(jiàn)文獻(xiàn)[35]。
1.6 Si-DD1基因的精細(xì)定位
利用本實(shí)驗(yàn)室保存的均勻分布于水稻12條染色體的SSR引物對(duì)突變體Si-dd1與9311、NJ06進(jìn)行多態(tài)性篩選,分別挑選Si-dd1/9311、Si-dd1/NJ06的F2植株中的高稈和矮稈葉片,提取DNA對(duì)Si-DD1展開(kāi)定位研究。首先用21個(gè)Si-dd1/NJ06中F2高稈單株進(jìn)行連鎖分析,初步確定目標(biāo)基因所在的染色體位置。進(jìn)一步在連鎖標(biāo)記附近開(kāi)發(fā)標(biāo)記,以2000個(gè)高稈和1200個(gè)矮稈材料進(jìn)行精細(xì)定位。基因組DNA采取CTAB法提?。?3]。PCR體系如下:模板DNA 1μL,正反向引物(10 μmol/L)0.5μL,dNTPs(10μmol/L)0.1μL,10× PCR緩沖液1μL,Taq酶0.2μL,加ddH2O補(bǔ)足10μL。PCR擴(kuò)增程序如下:94℃下預(yù)變性2min;94℃下30s,56℃下30s(復(fù)性溫度根據(jù)引物Tm值作相應(yīng)調(diào)整),72℃下30s,進(jìn)行35次循環(huán);72℃下延伸10min。PCR產(chǎn)物使用相應(yīng)濃度的瓊脂糖凝膠電泳進(jìn)行檢測(cè)。
2.1 突變體Si-dd1的表型分析
在大田條件下,本研究中的半矮稈和矮稈材料在3葉期前與野生型并無(wú)太大差別。此后,株高差距開(kāi)始顯現(xiàn),至抽穗后,差距達(dá)到最大。選取抽穗之后的野生型、Si-dd1(Aa)和Si-dd1(AA)植株進(jìn)行表型觀察。相比野生型(WT),Si-dd1(Aa)和Sidd1(AA)基因型的植株株高都有所降低,其中Sidd1(Aa)材料株高相對(duì)于野生型下降20cm,而Sidd1(AA)材料株高明顯變矮,株高平均為40cm,約為野生型的一半(圖1-A、C、D,表1),Si-dd1(Aa)和Si-dd1(AA)都呈現(xiàn)包穗表型(圖1-A)。此外,突變體生育期延長(zhǎng),其中Si-dd1(Aa)生育期比野生型長(zhǎng)5d左右,Si-dd1(AA)生育期比野生型長(zhǎng)15 ~20d。3種表型植株分蘗數(shù)并無(wú)明顯差異,但是突變體穗頸節(jié)明顯縮短,穗粒明顯變密(圖1-B),并伴隨包穗的表型。野生型、Si-dd1(Aa)和Si-dd1 (AA)的一次枝梗數(shù)、二次枝梗數(shù)依次升高,結(jié)實(shí)率依次下降,Si-dd1(AA)下降尤為明顯(表1)。因此,該基因的突變除了影響株高外,對(duì)穗部產(chǎn)量性狀也產(chǎn)生了很大的影響。值得一提的是,Si-dd1(Aa)雖然結(jié)實(shí)率有所下降,但其總粒數(shù)有所增加,而且由于它為半矮稈,因此可能具有一定的育種價(jià)值。
2.2 突變體的遺傳分析
Si-dd1(Aa)F2群體植株的株高統(tǒng)計(jì)分析結(jié)果表明,其后代分離比WT∶Si-dd1(Aa)∶Si-dd1 (AA)呈現(xiàn)出1∶2∶1的分離比。用Si-dd1(AA)與9311、NJ06分別進(jìn)行正反交后發(fā)現(xiàn)F1代都呈現(xiàn)出半矮稈表型(表2)。F2群體中植株株高仍呈現(xiàn)出1∶2∶1的分離比;此外,用Si-dd1(Aa)作為母本與9311、NJ06雜交,F(xiàn)1群體并無(wú)Si-dd1(AA)的出現(xiàn),只出現(xiàn)高稈和半矮稈,且比例呈1∶1(表3)。因此,本研究中的突變性狀是由半顯性、單基因控制的質(zhì)量性狀,且無(wú)胞質(zhì)效應(yīng)。
A-整株表型;B-穗表型;C-莖節(jié)間長(zhǎng);D-各節(jié)間對(duì)比。從左至右依次為野生型、中間型和突變型。A,Whole plant;B,Panicle;C,Internode;D,Comparison of every internode.From left to right,wild type,Si-dd1(Aa)and Si-dd1(AA)in turn.圖1 Si-dd1突變體成熟期表型Fig.1.Phenotypes of Si-dd1 at maturation stage.
表1 野生型,Si-dd1(Aa)和Si-dd1(AA)分蘗、株高及穗部性狀比較Table 1.Comparison of tiller,plant height and panicle traits among wild type,Si-dd1(Aa)and Si-dd1(AA).
表2 Si-dd1(AA)與NJ06、9311組合F2的遺傳分析Table 2.Genetice analysis of F2population of Si-dd1(AA)/NJ06(9311).
表3 雜合Si-dd1(Aa)與NJ06、9311組合F1遺傳分析Table 3.Genetice analysis of F1population of Si-dd1(Aa)/NJ06and Si-dd1(Aa)/9311.
2.3 目的基因的精細(xì)定位
我們對(duì)Si-dd1與9311、NJ06兩個(gè)秈稻品種雜交的4組F2群體表型進(jìn)行了觀察記錄以及分析,最終選用這4個(gè)F2群體中表現(xiàn)穩(wěn)定的高稈和矮稈用于后續(xù)的圖位克隆。我們所用的標(biāo)記引物是本試驗(yàn)室現(xiàn)有的均勻分布于水稻12條染色體上的SSR引物,共計(jì)216對(duì)。對(duì)矮稈、高稈、F1以及F2混池DNA進(jìn)行連鎖篩選(由于F2代呈1∶2∶1比例分布,因此,我們選取F2中顯性矮稈和野生型高稈作為定位群體取樣)。在以Si-dd1(AA)/NJ06顯性矮稈表型的F2混池進(jìn)行初定位時(shí)發(fā)現(xiàn),在第6染色體的引物標(biāo)記M1、M2以及M3處(表4),F(xiàn)1電泳呈現(xiàn)雙帶,而混池偏擴(kuò)增于Si-dd1(AA)的帶型;以高稈表型的F2混池進(jìn)行初定位時(shí)發(fā)現(xiàn),在同樣的引物標(biāo)記處,F(xiàn)1電泳條帶呈現(xiàn)雙帶,而混池偏擴(kuò)增于野生型帶型。利用這3對(duì)引物對(duì)Si-dd1(AA)/9311中 F2突變體表型群體的93個(gè)高稈單株進(jìn)行檢測(cè),進(jìn)一步確認(rèn)了該突變基因位于第6染色體的引物標(biāo)記M2和M3之間。
為進(jìn)一步對(duì)突變體基因進(jìn)行精細(xì)定位,我們擴(kuò)大了F2群體的數(shù)量,并且繼續(xù)在F2代植株中選取高稈和矮稈作為定位群體。根據(jù)NCBI(http://www.ncbi.nlm.nih.gov/)、RGP(http://rice.plantbiology.msu.edu/index.shtml)和Gramene(http://www.gramene.org/)數(shù)據(jù)庫(kù)公布的9311序列和日本晴序列第6染色體上的序列開(kāi)發(fā)出若干位于M2和M3之間的多態(tài)性標(biāo)記(表5)。以初定位結(jié)果為基礎(chǔ),篩選了以Si-dd1(AA)和9311為雙親的F2分離群體中高稈和矮稈個(gè)體用于基因的精細(xì)定位和物理作圖。最終將基因Si-DD1定位在標(biāo)記P3和P4之間,物理距離約為244kb(圖2)。此區(qū)間內(nèi)未發(fā)現(xiàn)已報(bào)道的矮稈相關(guān)基因。
表4 Si-DD1基因初定位的標(biāo)記Table 4.Makers for primary mapping of Si-DD1.
表5 Si-DD1基因精細(xì)定位的部分標(biāo)記Table 5.Makers for fine mapping of Si-DD1.
A-Si-DD1與標(biāo)記M2和M3連鎖;B-利用4500個(gè)分離單株將Si-DD1定位到244kb區(qū)段內(nèi)。A,Si-DD1 was linkaged with M2and M3;B,Si-DD1 was mapped to 244kb genome region based on 4500separated plants.圖2 Si-DD1的精細(xì)定位Fig.2.Fine mapping of Si-DD1.
2.4 激素處理結(jié)果
水稻植株變矮很多都是由于激素合成或信號(hào)傳導(dǎo)出現(xiàn)問(wèn)題,為了驗(yàn)證該突變體是否也是由于體內(nèi)某類激素反應(yīng)異常所致,我們選取了赤霉素和油菜素內(nèi)酯兩種激素作為研究對(duì)象,來(lái)探究該突變體是否和這兩種激素相關(guān)。激素處理結(jié)果表明不同濃度GA3處理WT和Si-dd1(AA)后,WT和Si-dd1 (AA)的株高都呈現(xiàn)逐日增高的趨勢(shì),而當(dāng)GA3濃度增加到1×10-4mol/L后,WT和Si-dd1(AA)則出現(xiàn)一定程度的生長(zhǎng)抑制,說(shuō)明突變體與野生型在一定濃度的外源赤霉素處理?xiàng)l件下,兩者對(duì)赤霉素的反應(yīng)是基本相同的。值得指出的是,當(dāng)GA3濃度增加到1×10-4mol/L后,突變體受抑制程度相比野生型?。▓D3-A、B),暗示在高濃度下,突變體對(duì)赤霉素表現(xiàn)為鈍感。用BR處理后發(fā)現(xiàn)不同濃度BR處理WT和Si-dd1(AA),無(wú)論是WT還是Sidd1(AA)除了葉夾角都隨BR濃度增加而增加,而且增幅一致,說(shuō)明了該基因?qū)R反應(yīng)與野生型類似。此外,我們?cè)趯?duì)該突變體形態(tài)分析時(shí)發(fā)現(xiàn),該突變體突變類型與已經(jīng)發(fā)現(xiàn)的BR類型突變體大不相同,節(jié)間突變屬于sh類型,而不是dm這種典型的BR類突變體,因此,我們基本排除該突變體是BR類突變體(圖1-D,圖3-C)。
A-不同濃度赤霉素(GA)處理后表型;B-不同濃度GA處理后株高;C-不同濃度油菜素內(nèi)酯(BR)處理后葉夾角。WT,Wild type;GA,Gibberellic acid;BR,Brassinolide.A,Plant phenotype after GA treatment at different concentrations;B,Plant height after GA treatment at different concentrations;C,Leaf angle after BR treatment at different concentrations.圖3 Si-dd1突變體的GA,BR激素處理結(jié)果Fig.3.Si-dd1 exposed to GA and BR.
2.5 GID2蛋白表達(dá)量分析
為了進(jìn)一步探究該突變體在GA信號(hào)傳導(dǎo)途徑中是否起作用,我們選取了GA信號(hào)傳導(dǎo)途徑中的一個(gè)相關(guān)蛋白GID2作為研究對(duì)象,探究GA處理后GID2的表達(dá)量是否發(fā)生變化。對(duì)不同濃度GA3處理過(guò)后的野生型(WT)和Si-dd1(AA)分別取樣,并提取蛋白,分別選取0 mol/L、1×10-4mol/L、1×10-6mol/L GA處理后的WT和Si-dd 1(AA)進(jìn)行Western blot分析,結(jié)果表明,WT和Si-dd1 (AA)中GID2蛋白表達(dá)量在0mol/L和1×10-6mol/L GA處理下并無(wú)太大差異,而隨著GA濃度升高,GID2蛋白在野生型中的表達(dá)量比突變體中少,說(shuō)明相對(duì)于野生型該突變體在高濃度條件下對(duì)GA3反應(yīng)鈍感(圖4)。
圖4 GID2蛋白表達(dá)量分析Fig.4.Expression analysis of GID2.
2.6 組織切片的觀察結(jié)果
為了探究突變體矮化的生理特征,我們分別選取了野生型、Si-dd1(Aa)和Si-dd1(AA)植株的劍葉和倒2節(jié)間作為研究對(duì)象進(jìn)行細(xì)胞學(xué)觀察。對(duì)劍葉的觀察發(fā)現(xiàn),突變體Si-dd1(Aa)和Si-dd1(AA)主葉脈氣腔和薄壁細(xì)胞等部位與野生型相比有差異。其中Si-dd1(Aa)和Si-dd1(AA)中脈氣腔相比野生型變??;但是兩氣腔之間的薄壁細(xì)胞明顯變大,最終導(dǎo)致總面積增加,而其兩側(cè)的薄壁細(xì)胞并未出現(xiàn)明顯變化(圖5-A~C)。莖縱切分析表明Sidd1(Aa)和WT的細(xì)胞都呈規(guī)則形狀(矩形),而Si-dd1(AA)的細(xì)胞呈不規(guī)則排列,在單位面積下,WT、Si-dd1(Aa)、Si-dd1(AA)的細(xì)胞數(shù)目依次增多,細(xì)胞大小依次變小,但是變化并不明顯。根據(jù)WT、Si-dd1(Aa)、Si-dd1(AA)倒2節(jié)間長(zhǎng)度(圖1-D)推測(cè),雖然突變體單位面積細(xì)胞數(shù)目增多,而整個(gè)倒2節(jié)間細(xì)胞數(shù)目卻明顯變少,因此,我們推測(cè)是細(xì)胞數(shù)目減少導(dǎo)致突變體的莖稈變矮(圖5-D~F)。莖的橫切面結(jié)構(gòu)一般由薄壁細(xì)胞和維管束組成,維管束均勻分布于薄壁細(xì)胞之間。對(duì)倒2節(jié)間的觀察表明,在Si-dd1(Aa)和Si-dd1(AA)的外層薄壁細(xì)胞層數(shù)明顯比WT多;且維管束數(shù)目相比WT也有所增加(圖5-G~I(xiàn))。
A,B,C-野生型(WT),Si-dd1(Aa)和Si-dd1(AA)葉主脈橫切;D,E,F(xiàn)-野生型,Si-dd1(Aa)和Si-dd1(AA)倒2節(jié)間縱切;G,H,I-野生型,Si-dd1(Aa)和Si-dd1(AA)倒2節(jié)間橫切;J,K-維管束(1/4)和莖縱切細(xì)胞數(shù)統(tǒng)計(jì)。A,B,C,Cross sections of leaf main vein of WT,Si-dd1(Aa)and Si-dd1(AA);D,E,F(xiàn),Longitudinal section of the second internode from the top of WT,Si-dd1(Aa)and Si-dd1(AA);G,H,I,Cross sections of the second internode from the top of WT,Si-dd1(Aa)and Si-dd1(AA).J,K,Numbers of vascular bundles and longitudinal stem cells.圖5 野生型,Si-dd1(Aa)和Si-dd1(AA)莖和葉的顯微結(jié)構(gòu)比較Fig.5.Comparison of microscopic structure among WT,Si-dd1(Aa)and Si-dd1(AA).
迄今為止,發(fā)現(xiàn)的矮稈突變體大部分和激素直接相關(guān),例如赤霉素、油菜素內(nèi)酯、獨(dú)腳金內(nèi)酯等,但也有與激素不直接相關(guān)的矮稈突變體,如細(xì)胞壁合成相關(guān)突變體D50、OsNST1、OsCD1[30-32]。外源施用激素處理敏感的突變體一般屬于激素合成突變體,不敏感的屬于激素信號(hào)突變體。本研究中,激素處理和蛋白分析結(jié)果表明,半顯性矮稈突變體可能不屬于赤霉素或油菜素內(nèi)酯相關(guān)途徑突變體,這為矮稈資源又提供了一份寶貴的材料。我們對(duì)半顯性矮稈突變體進(jìn)行遺傳分析和分子標(biāo)記定位,把該矮稈基因定位在第6染色體短臂上的分子標(biāo)記P3和P4之間,物理距離約為244kb,該區(qū)段尚未有矮稈基因的報(bào)道。
本研究中,突變體和野生型對(duì)比,兩者地上節(jié)間數(shù)相同,除倒1節(jié)間縮短比例較小外,其余節(jié)間縮短的比例都很大,屬于典型的sh突變類型。根據(jù)石蠟切片觀察結(jié)果來(lái)看,相對(duì)于野生型,突變體倒2節(jié)細(xì)胞數(shù)目變少,說(shuō)明了突變體變矮可能是由細(xì)胞數(shù)目變少導(dǎo)致,在突變體生長(zhǎng)過(guò)程中細(xì)胞分裂速度受到了一定程度的抑制。
株高是作物重要的農(nóng)藝性狀之一,與作物的產(chǎn)量、抗倒伏、光合效率等密切相關(guān)。因此,株高一直受到育種家的重視,水稻第一次綠色革命就是水稻矮化運(yùn)用的典范,水稻半矮化協(xié)調(diào)了較高的水肥條件與易倒伏之間的矛盾,從而提高了收獲指數(shù)。然而,目前鑒定的大部分矮稈基因除了植株矮化外,都會(huì)伴隨一些不良性狀,很難在生產(chǎn)上廣泛應(yīng)用。如小粒矮稈基因d1[11]、矮稈包穗基因eui2等[36-37]。本研究中雖然顯性突變體伴隨著很多不良性狀,如生育期延長(zhǎng),著粒密度變密,結(jié)實(shí)率嚴(yán)重下降等,但其半矮稈突變體除株高降低外,其莖稈比野生型粗壯,且結(jié)實(shí)率下降不明顯,可以提高種植密度從而解決結(jié)實(shí)率問(wèn)題。因此可以考慮將該半顯性矮稈材料轉(zhuǎn)化為不育系,或許可以擴(kuò)大恢復(fù)系選擇范圍,提高配組效率,獲得更多優(yōu)良雜交組合。當(dāng)然在育種實(shí)踐中,該基因是否能夠?yàn)樯a(chǎn)提供效益還需要進(jìn)一步研究。
參考文獻(xiàn):
[1] Spielmeyer W,Ellis M H,Chandler P M.Semidwarf(sd-1),“green revolution”rice,contains a defective gibberellin 20-oxidase gene.Proc Natl Acad Sci USA,2002,99:9043-9048.
[2] Yin H F,Gao P,Liu C W,et al.SUI-family genes encode phosphatidylserine synthases and regulate stem development in rice.Planta,2013,237:15-27.
[3] Komorisono M,Ueguchi-Tanaka M,Aichi I,et al.Analysis of the rice mutant dwarf and gladius leaf 1,aberrant katanin-mediated microtubule organization causes up-regulation of gibberellin biosynthetic genes independently of gibberellin signaling.Plant Physiol,2005,138:1982-1993.
[4] Iwamoto M,Kiyota S,Hanada A,et al.The multiple contributions of phytochromes to the control of internode elongation in rice.Plant Physiol,2011,157:1187-1195.
[5] Toyomasu T,Kagahara T,Hirose Y,et al.Cloning and characterization of cDNAs encoding ent-copalyl diphosphate synthases in wheat:Insight into the evolution of rice phytoalexin biosynthetic genes.Biosc Biotech Biochem,2009,73:772-775.
[6] Hirano K,Asano K,Tsuji H,et al.Characterization of the molecular mechanism underlying gibberellin perception complex formation in rice.Plant Cell,2010,22:2680-2696.
[7] Ueguchi-Tanaka M,Nakajima M,Katoh E,et al.Molecular interactions of a soluble gibberellin receptor,GID1,with a rice DELLA protein,SLR1,and gibberellin.Plant Cell,2007,19:2140-2155.
[8] Oikawa T,Koshioka M,Kojima K,et al.A role of Os-GA20ox1,encoding an isoform of gibberellin 20-oxidase,for regulation of plant stature in rice.Plant Mol Biol,2004,55:687-700.
[9] Hirano K,Kouketu E,Katoh H,et al.The suppressive function of the rice DELLA protein SLR1is dependent on its transcriptional activation activity.Plant J,2012,71:443-453.
[10]Yang M F,Qi W W,Sun F,et al.Overexpression of rice LRK1 restricts internode elongation by down-regulating Os-KO2.Biotech Lett,2013,35:121-128.
[11]Ueguchi-Tanaka M,F(xiàn)ujisawa Y,Kobayashi M,et al.Rice dwarf mutant d1,which is defective in theαsubunit of the heterotrimeric G protein,affects gibberellin signal transduction.Proc Natl Acad Sci USA,2000,97:11638-11643.
[12]Wang L,Xu Y,Ma Q,et al.Heterotrimeric G proteinαsubunit is involved in rice brassinosteroid response.Cell Res,2006,16:916-922.
[13]Hu X,Qian Q,Xu T,et al.The U-box E3ubiquitin ligase TUD1functions with a heterotrimeric Gαsubunit to regulate brassinosteroid-mediated growth in rice.PLoS Gene,2013,9:e1003391.
[14]Sakamoto T,Morinaka Y,Inukai Y,et al.Auxin signal transcription factor regulates expression of the brassinosteroid receptor gene in rice.Plant J,2013,73:676-688.
[15]Hong Z,Ueguchi-Tanaka M,Umemura K,et al.A rice brassinosteroid-deficient mutant,ebisu dwarf(d2),is caused by a loss of function of a new member of cytochrome P450.Plant Cell,2003,15:2900-2910.
[16]Zhi H,Miyako U,Shozo F,et al.The rice brassinosteroid-deficient dwarf2 Mutant,defective in the rice homolog of Arabidopsis DIMINUTO/DWARF1,is rescued by the endogenously accumulated alternative bioactive brassinosteroid,dolichosterone.Plant Cell,2005,17(8):2243-2254.
[17]Thirumurugan T,Ito Y,Kubo T,et al.Identification,characterization and interaction of HAP family genes in rice.Mol Genet Genom,2008,279:279-289.
[18]Hong Z,Ueguchi-Tanaka M,Shimizu-Sato S,et al.Loss-offunction of a rice brassinosteroid biosynthetic enzyme,C-6oxidase,prevents the organized arrangement and polar elongation of cells in the leaves and stem.Plant J,2002,32:495-508.
[19]Tanabe S,Ashikari M,F(xiàn)ujioka S,et al.A novel cytochrome P450is implicated in brassinosteroid biosynthesis via the characterization of a rice dwarf mutant,dwarf11,with reduced seed length.Plant Cell,2005,17:776-790.
[20]Bai M Y,Zhang L Y,Gampala S S,et al.Functions of Os-BZR1and 14-3-3proteins in brassinosteroid signaling in rice.Proc Natl Acad Sci USA,2007,104:13839-13844.
[21]Sang D J,Chen D Q,Liu G F,et al.Strigolactones regulate rice tiller angle by attenuating shoot gravitropism through inhibiting auxin biosynthesis.Proc Natl Acad Sci USA,2014,111:11199-11204.
[22]Ito S,Kitahata N,Umehara M,et al.A new lead chemical for strigolactone biosynthesis inhibitors.Plant Cell Physiol,2010,51:1143-1150.
[23]Arite T,Umehara M,Ishikawa S,et al.d14,a strigolactoneinsensitive mutant of rice,shows an accelerated outgrowth of tillers.Plant Cell Physiol,2009,50:1416-1424.
[24]Zou J H,Zhang S Y,Zhang W P,et al.The rice HIGHTILLERING DWARF1encoding an ortholog of Arabidopsis MAX3is required for negative regulation of the outgrowth of axillary buds.Plant J,2006,48:687-696.
[25]Jiang L,Liu X,Xiong G S,et al.DWARF 53 acts as a repressor of strigolactone signalling in rice.Nature,2014,506:401-405.
[26]Liu W,Kohlen W,Lillo A,et al.Strigolactone biosynthesis in medicago truncatula and rice requires the symbiotic GRAS-type transcription factors NSP1 and NSP2.Plant Cell,2011,23:3853-3865.
[27]Guo S Y,Xu Y Y,Liu H H,et al.The interaction between OsMADS57 and OsTB1 modulates rice tillering via DWARF14.Nat Comm,2013,4(3):1566.
[28]Du H,Wu N,F(xiàn)u J,et al.A GH3family member,OsGH3-2,modulates auxin and abscisic acid levels and differentially affects drought and cold tolerance in rice.J Exp Bot,2012,63:6467-6480.
[29]Sazuka T,Kamiya N,Nishimura T,et al.A rice tryptophan deficient dwarf mutant,tdd1,contains a reduced level of indole acetic acid and develops abnormal flowers and organless embryos.Plant J,2009,60:227-241.
[30]Sato-Izawa K,Nakaba S,Tamura K,et al.DWARF50 (D50),a rice(Oryza sativa L.)gene encoding inositol polyphosphate 5-phosphatase,is required for proper development of intercalary meristem.Plant Cell Environ,2012,35:2031-2044.
[31]Zhang B C,Liu X L,Qian Q,et al.Golgi nucleotide sugar transporter modulates cell wall biosynthesis and plant growth in rice.Proc Natl Acad Sci USA,2011,108:5110-5115.
[32]Luan W J,Liu Y Q,Zhang F X,et al.OsCD1encodes a putative member of the cellulose synthase-like D sub-family and is essential for rice plant architecture and growth.Plant Biotech J,2011,9:513-524.
[33]Rogers S O,Bendich A J.Extraction of DNA from milligram amountsof fresh,herbarium and mummified plant tissues.Plant Mol Biol,1985,5:69-76.
[34]Huang L M,Sun Q W,Qin F J,et al.Down-regulation of a SILENT INFORMATION REGULATOR2-related histone deacetylase gene,OsSRT1,induces DNA fragmentation and cell death in rice.Plant Physiol,2007,144:1508-1519.
[35]Zhang Q,Xu J,Li Y,et al.Morphological,anatomical and genetic analysis for a rice mutant with abnormal hull.J Genet Genom,2007,34:519-526.
[36]Yang D L,Li Q,Deng Y W,et al.Altered disease development in the eui mutants and Eui overexpressors indicates that gibberellins negatively regulate rice basal disease resistane.Mol Plant,2008,1:528-537.
Phenotypical Analysis and Fine Mapping of a Semi-dominant Dwarfism Gene Si-dd 1in Rice
CUI Yong-tao,WULi-wen,HUShi-kai,RENDe-yong,GEChang-wei,YE Wei-jun,DONGGuo-jun,GUOLong-biao*,HUXing-ming*
(State Key Laboratory of Rice Biology,China National Rice Research Institute,Hangzhou 310006,China;*Corresponding authors,E-mail:guolongb@m(xù)ail.hz.zj.cn;huxingmingx@126.com)
CUI Yongtao,WU Liwen,HU Shikai,et al.Phenotypical analysis and fine mapping of a semi-dominant dwarfism gene Si-dd1 in rice.Chin J Rice Sci,2016,30(2):152-160.
Abstract:A semi-dominant dwarf rice mutant(termed as Si-dd1)was obtained from japonica rice variety Nipponbare by tissue culture mutagenesis.Morphological analysis showed that Si-dd1(AA)and Si-dd1(Aa)exhibited shorter plant height,decreased seed-setting rate,delayed heading,increased number of primary rachis branch and secondary rachis branch compared to the wild type(WT,Nipponbare).Physiological test results showed Si-dd1 had similar response to 24-Epibrassinosteroid to the WT,while it was insensitive to Gibberellin at 10(-4)μmol/L.Moreover,Western blot results also confirmed GID2expression level in Si-dd1 differed greatly from WT.The cytological analysis showed that Si-dd1 had smaller stomas in the leaf midrib,increased mesophyll cells and stem vascular bundles compared to WT.Genetic analysis and map-based clone showed that the Si-dd1 is controlled by a single semi-dominant gene,and locates in a 244kb region on chromosome 6.
Key words:rice;semi-dominant;dwarf;genetic analysis;map-based clone
中圖分類號(hào):Q755;S511.01
文獻(xiàn)標(biāo)識(shí)碼:A
文章編號(hào):1001-7216(2016)02-0152-09
基金項(xiàng)目:深圳市科技計(jì)劃資助項(xiàng)目(JCYJ20140504111101999);國(guó)家自然科學(xué)基金資助項(xiàng)目(31271700,31461143014)。
收稿日期:2015-07-13;修改稿收到日期:2015-10-18。