陳 靜, 章曉燕, 丁小強
復旦大學附屬中山醫(yī)院腎內科,上海 200032
早在1997年人們就發(fā)現了Klotho基因[1],其主要表達于腎臟,編碼蛋白為單鏈跨膜蛋白,在胞膜上與FGF23受體形成復合體,進而發(fā)揮生物學作用[2-3]。Klotho蛋白缺乏可導致腎臟纖維化、心肌肥厚、血管鈣化等[4]。本課題組前期研究發(fā)現,Klotho的表觀遺傳學改變(主要是DNA甲基化)參與慢性腎臟病(chronic kidney disease, CKD)相關血管鈣化的發(fā)生,說明其在CKD發(fā)生發(fā)展中發(fā)揮一定作用。本文對Klotho及其在CKD中作用的研究進展作一綜述。
Klotho家族包括α-Klotho、β-Klotho和γ-Klotho。成纖維生長因子(FGF)與單獨的FGF受體(FGFRs)或Klothos親和力較低,而與FGFRs-Klotho復合體親和力較高[5-7]。大部分組織和細胞表達FGFRs,而Klotho的表達有組織特異性。其中,α-Klotho主要在腎臟和甲狀旁腺內表達,與FGFR1c、FGFR3c、FGFR4結合后成為FGF23的高親和力受體;β-Klotho主要在肝臟和脂肪組織表達,與FGFR1c、FGFR4結合后分別成為FGF15/19、FGF21的高親和力受體;γ-Klotho主要在眼、脂肪和腎臟表達,與FGFR1b、FGFR1c、FGFR2c結合后成為FGFR4/FGF19高親和力受體[8]。
α-Klotho和β-Klotho基因編碼Ⅰ型單鏈跨膜蛋白,且編碼蛋白有41%的氨基酸相同。α-Klotho和β-Klotho蛋白的胞外部分為含有由2個串聯重復序列組成的β-葡萄糖苷酶樣結構,胞內部分則很短且無生物功能[9]。γ-Klotho基因編碼的單次跨膜蛋白較短,含有1個β-葡萄糖苷酶樣結構。β-Klotho作為受體的一部分與FGF15/19或FGF21結合后參與能量代謝調節(jié),作用同α-Klotho-FGF23復合物。FGF15/19在小腸中的表達受膽汁酸調節(jié)[10]。進食后,膽汁酸釋放入小腸,與腸黏膜法尼醇Ⅹ受體結合,從而激活FGF15/19基因的表達。在小腸合成的FGF15/19作用于肝臟,使肝臟內β-Klotho和FGFR4表達增加,同時抑制膽汁酸合成限速酶膽固醇7α-羥化酶(CYP7A1)基因的表達,進而抑制膽汁酸合成。小鼠由于缺乏β-Klotho和FGFR4(或FGF15),導致CYP7A1基因過表達,膽汁酸合成增加。由于Klotho蛋白的胞內段非常短,不能傳導任何信號,因此推斷Klotho胞外段對FGFRs受體作用的發(fā)揮只起了輔助作用。而且,選擇性的剪切Klotho基因外顯子3,可以導致長度較短的Klotho蛋白從細胞中釋放,并以可溶性胞外蛋白的形式存在[11]。
Klotho蛋白有膜結合型和分泌型兩種形式。在小鼠、大鼠以及人的腎臟,膜結合型Klotho主要表達在遠端小管和近端小管,在內髓收集管也有少量表達。分泌型Klotho蛋白是Klotho基因選擇性剪切表達后直接釋放到胞外,廣泛存在于體液中。分泌型Klotho蛋白可由膜結合型Klotho胞外段被去整合素金屬蛋白酶10(a desintegrin and metalloproteinase 10,ADAM10)和ADAM17剪切后形成,這一生理過程受胰島素和金屬蛋白酶抑制劑的調控。膜結合型Klotho和分泌型Klotho蛋白有不同的生物學作用。膜結合型Klotho與FGFR結合后發(fā)揮FGF23受體的作用。分泌型Klotho的作用更像內分泌因子,在調節(jié)離子通道、Wnt信號通路,拮抗腎素-血管緊張素Ⅱ-醛固酮系統(tǒng),抗衰老和抗氧化方面發(fā)揮重要作用。此外,Klotho還可以通過抑制腎臟1α-羥化酶表達來調節(jié)鈣代謝,與FGF23結合后調節(jié)甲狀旁腺激素(PTH)的合成。
分泌型Klotho存在于血液、尿液和腦脊液[12],獨立發(fā)揮體液因子的作用[13]。α-Klotho胞外段由被錨定在細胞膜上的蛋白酶ADAM10或ADAM17剪切。目前,僅在血液、腦脊液和尿液中發(fā)現α-Klotho脫落的胞外段[14-15],而未發(fā)現分泌型β-Klotho和γ-Klotho。血漿中α-Klotho的濃度為10~50 nmol/L,尿中的濃度較血漿中高,腦脊液中的濃度不確定[15]。然而,Klotho胞外段脫落的上游調控機制如何,調節(jié)循環(huán)Klotho水平的傳入機制如何,以及分泌型Klotho的生物學作用有哪些等問題還有待解決。此外,關于分泌型Klotho是否可以作為FGF23的共同受體發(fā)揮生物學作用,目前還存在較大爭議。
分泌型Klotho有潛在的類似于唾液酸酶的作用[16]。唾液酸酶可以除去細胞表面的N連接糖鏈的幾種糖蛋白。分泌型Klotho通過對細胞表面瞬時受體電位陽離子通道5(transient receptor potential cation channel,subfamily V, member 5,TRPV5)和腎外髓鉀通道1( renal outer medullary potassium channel 1,ROMK1)蛋白N末端糖鏈的修飾,防止這些蛋白的內吞,從而增加了鈣和鉀的內流。而對于鈉-磷協(xié)同轉運體2a(sodium-phosphate cotransporter 2a, NPT2a),分泌型Klotho則通過對其糖鏈的修飾起到促進內吞和滅活的作用。
此外,分泌型Klotho還可以抑制胰島素、胰島素樣生長因子-1(insulin-like growth factor-1,IGF-1)、Wnt信號通路[17]和轉化生長因子-β1(transforming growth factor-β1, TGF-β1)[18]的活性。對健康動物注射分泌型Klotho可產生調節(jié)體內代謝的生物學效應,這支持分泌型Klotho可延緩衰老的調節(jié)功能。盡管目前認為分泌型Klotho可結合FGFs或自身的二聚體跨膜Klotho,但其受體及結合FGFs可以介導何種信號傳導還不能確定。分泌型Klotho有糖鏈修飾酶的作用[19],但其信號傳導受體被確認之前,還不能被認為是一種內分泌激素。
CKD是一個全球性的公共健康問題,不同國家的發(fā)病率為5%~10%[19]。Klotho基因敲除鼠的表型與CKD患者的臨床表現相似,包括軟組織異位鈣化、高磷血癥和高血漿FGF23,提示CKD患者可能缺乏Klotho。Klotho蛋白缺乏可以出現腎臟纖維化、心肌肥厚、血管鈣化等慢性腎臟病病理表現[19]。本課題組前期研究[20]發(fā)現,Klotho的表觀遺傳學改變(主要是DNA甲基化)參與CKD相關血管鈣化的發(fā)生。
雖然臨床上CKD患者腎臟Klotho mRNA和蛋白的表達水平檢測受限,但已有研究證實CKD患者腎組織Klotho表達水平降低。近年來出現了一種新的ELISA方法,可用于檢測CKD患者的血漿Klotho水平[21]。研究[22]顯示,血漿Klotho水平與血肌酐、尿素氮及FGF23相關,表明血漿Klotho水平可能受到腎功能的影響;但CKD患者尿中Klotho水平在CKD早期即下降,并且隨著CKD進展而進行性下降;在CKD動物模型中,Klotho水平的變化在血漿、尿液和腎臟是一致的,但在人體內這一相關性還有待進一步證實。大多數CKD模型中,包括腎切除模型、腎炎模型、腎中毒模型、糖尿病腎病模型以及高血壓腎損傷模型,都顯示腎臟Klotho mRNA及蛋白的表達水平與血漿、尿液中可溶性Klotho水平一致[22]。
CKD的防治是一個亟待解決的公共衛(wèi)生難題。CKD可進一步進展為需要進行維持性透析或腎移植的終末期腎病(end-stage renal disease, ESRD)。要預防和治療CKD,需要對腎臟病的發(fā)生發(fā)展機制進行研究,尋找可行的檢測、治療靶標,進而進行精準靶向、個體化治療,改善患者的預后。Klotho作為目前較為肯定的腎臟保護蛋白,有待對其在CKD發(fā)生發(fā)展中的作用及機制進行深入研究。
[ 1 ] MASUYAMA R, STOCKMANS I, TORREKENS S, et al. Vitamin D receptor in chondrocytes promotes osteoclastogenesis and regulates FGF23 production in osteoblasts[J]. J Clin Invest, 2006, 116(12):3150-3159.
[ 2 ] YAMAZAKI Y, OKAZAKI R, SHIBATA M, et al. Increased circulatory level of biologically active full-length FGF-23 in patients with hypophosphatemic rickets/osteomalacia[J]. J Clin Endocrinol Metab, 2002, 87(11):4957-4960.
[ 3 ] WEBER T J, LIU S, INDRIDASON O S, et al. Serum FGF23 levels in normal and disordered phosphorus homeostasis[J]. J Bone Miner Res, 2003, 18(7):1227-1234.
[ 4 ] FENG J Q, WARD L M, LIU S, et al. Loss of DMP1 causes rickets and osteomalacia and identifies a role for osteocytes in mineral metabolism[J]. Nat Genet, 2006, 38(11):1310-1315.
[ 5 ] MARTIN A, LIU S, DAVID V, et al. Bone proteins PHEX and DMP1 regulate fibroblastic growth factor Fgf23 expression in osteocytes through a common pathway involving FGF receptor (FGFR) signaling[J]. FASEB J, 2011, 25(8):2551-2562.
[ 6 ] LAVI-MOSHAYOFF V, WASSERMAN G, MEIR T, et al. PTH increases FGF23 gene expression and mediates the high-FGF23 levels of experimental kidney failure: a bone parathyroid feedback loop[J]. Am J Physiol Renal Physiol, 2010, 299(4):F882-F889.
[ 7 ] BERNDT T, KUMAR R. Phosphatonins and the regulation of phosphate homeostasis[J]. Annu Rev Physiol, 2007, 69:341-359.
[ 8 ] YU X, SABBAGH Y, DAVIS S I, et al. Genetic dissection of phosphate- and vitamin D-mediated regulation of circulating Fgf23 concentrations[J]. Bone, 2005, 36(6):971-977.
[ 9 ] ITO N, FUKUMOTO S, TAKEUCHI Y, et al. Effect of acute changes of serum phosphate on fibroblast growth factor (FGF)23 levels in humans[J]. J Bone Miner Metab, 2007, 25(6):419-422.
[10] BURNETT S M, GUNAWARDENE S C, BRINGHURST F R, et al. Regulation of C-terminal and intact FGF-23 by dietary phosphate in men and women[J]. J Bone Miner Res, 2006, 21(8):1187-1196.
[11] KURO-O M, MATSUMURA Y, AIZAWA H, et al. Mutation of the mouse klotho gene leads to a syndrome resembling ageing[J]. Nature, 1997, 390(6655):45-51.
[12] ICHIKAWA S, IMEL E A, KREITER M L, et al. A homozygous missense mutation in human KLOTHO causes severe tumoral calcinosis[J]. J Clin Invest, 2007, 117(9):2684-2691.
[13] ITO S, KINOSHITA S, SHIRAISHI N, et al. Molecular cloning and expression analyses of mouse betaklotho, which encodes a novel Klotho family protein[J]. Mech Dev, 2000, 98(1-2):115-119.
[14] ITO S, FUJIMORI T, HAYASHIZAKI Y, et al. Identification of a novel mouse membrane-bound family 1 glycosidase-like protein, which carries an atypical active site structure[J]. Biochim Biophys Acta, 2002, 1576(3):341-345.
[15] PAVIK I, JAEGER P, EBNER L, et al. Soluble klotho and autosomal dominant polycystic kidney disease[J]. Clin J Am Soc Nephrol, 2012, 7(2):248-257.
[16] HU M C, KURO-O M, MOE O W. Secreted klotho and chronic kidney disease[J]. Adv Exp Med Biol, 2012, 728:126-157.
[17] KOH N, FUJIMORI T, NISHIGUCHI S, et al. Severely reduced production of klotho in human chronic renal failure kidney[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2001, 280(4):1015-1020.
[18] FORSTER R E, JURUTKA P W, HSIEH J C, et al. Vitamin D receptor controls expression of the anti-aging klotho gene in mouse and human renal cells[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2011, 414(3):557-562.
[19] MITOBE M, YOSHIDA T, SUGIURA H, et al. Oxidative stress decreases klotho expression in a mouse kidney cell line[J]. Nephron Exp Nephrol, 2005, 101(2):e67-e74.
[20] CHEN J, ZHANG X Y,ZHANG H, et al. Hydrogen-Rich Saline alleviates kidney fibrosis following AKI and retains Klotho expression[J]. Front Pharmacol, 2017,8:499.
[21] IMURA A, IWANO A, TOHYAMA O, et al. Secreted Klotho protein in sera and CSF: implication for post-translational cleavage in release of Klotho protein from cell membrane[J]. FEBS lett, 2004, 565(1-3):143-147.
[22] KUROSU H, YAMAMOTO M, CLARK J D, et al. Suppression of aging in mice by the hormone Klotho[J]. Science, 2005, 309(5742):1829-1833.