錢飛箭, 陳海敏, 嚴小軍, 楊 銳

(寧波大學 應用海洋生物技術教育部重點實驗室, 浙江 寧波 315211)

植物為了抵抗外界各種病原菌或非病原菌的刺激, 形成了自身的一套免疫系統(tǒng)。一直以來, 人們認為藻類不像高等動植物能夠利用自身受體介導的免疫來防御外來病原菌的侵襲, 也沒有執(zhí)行先天性免疫的專一細胞, 藻類對于病原微生物的免疫防御更多只是機體固有結構性的化學防御, 這種防御是不能調節(jié)的, 但經過進一步的研究發(fā)現, 藻類的防御是隨時間或環(huán)境因素變化的, 說明環(huán)境因子的調節(jié)是存在的, 而且大量的證據顯示藻類中存在病原激活的防御, 并和高等動植物一樣, 存在著相同的第一信使和防御激活的第二信使, 以及受到病原菌刺激后所激活的細胞生物學效應。這些證據說明不同藻類中也存在著先天性免疫[1]。

對于高等植物而言, 防御信號途徑的響應機制復雜且典型。在大型藻類中有同樣類似的響應和途徑被激活, 但免疫響應的防御信號、信號傳導、響應機制、基因表達等方面的研究尚不夠全面。

1 藻類免疫防御的主要信號

1.1 活性氧(Reactive Oxygen Species, ROS)

在高等植物的先天性免疫系統(tǒng)中, 宿主識別外界侵襲者的最直接反應是瞬時產生大量的ROS積聚, ROS可以直接消滅入侵者, 也能作為一種信號物質, 引起其他一系列的免疫反應。NADPH(nicotinamide adenine dinucleotide phosphate)氧化酶是植物中參與ROS產生的關鍵蛋白, 在植物中已經鑒定出了多種編碼的rboh相關基因[2]。對藻類的研究發(fā)現, 當藻類受到外界侵襲時也有ROS的積聚, 也存在與高等動植物相同的功能組成及第二信使。例如, 用瓊膠寡聚糖刺激紅藻Gracilariasp.時, 幾分鐘后就能在其培養(yǎng)基中檢測到H2O2的積聚[3]。Weinberger等[4]在對紅藻Gracilaria屬中的兩個產瓊膠藻Gracilaria conferta和Gracilaria chilensis行瓊膠寡糖刺激時, 發(fā)現在G. conferta培養(yǎng)基中加入瓊膠寡糖時, 檢測到短暫性的H2O2產生, 在6h爆發(fā), 并且這種響應對NADPH酶專一性抑制劑二苯基碘(diphenylene iodonium, DPI)和其他抑制劑都敏感。免疫電鏡技術確定產生ROS的部位在質膜, 作者認為質膜上有瓊膠寡糖的專一受體, 并且質膜上的H2O2是由NADPH氧化酶產生的, 而其激活涉及了蛋白磷酸化和Ca2+的識別[5]。而對G. chilensis檢測發(fā)現H2O2釋放的位點在細胞壁, 它對金屬酶、黃素酶敏感, 但對DPI不敏感, 并且沒觀察到氧爆發(fā), 說明氧化酶的激活與受體無關[4]。海帶中的褐藻酸降解物也能激發(fā)海帶孢子體的氧爆發(fā),Laminaria digitata遇到寡聚藻酸刺激時能激發(fā)超氧陰離子的釋放, 皮層和年輕組織比髓質和老的組織產生更多的ROS[6]。在用脂多糖(lipopolysaccharide, LPS)刺激L. digitata時, 同樣也出現了有NADPH氧化酶介導的氧爆發(fā)[7]。

1.2 揮發(fā)性鹵化有機化合物(Volatile Halogenated Organic Compounds, VHOCs)

VHOCs是一類揮發(fā)性的鹵化有機化合物, 被認為是一類能夠參與藻類防御的物質, 它與各種氧化響應有關聯(lián)[1]。VHOCs的產生需要釩鹵代過氧化物酶(vanadium haloperoxidases, vHPO), 它催化鹵化物(X-, X+)生成次鹵酸(hypohalous acid, XIO)和其他形式的氧化鹵化物(X2, X3-)。研究發(fā)現褐藻和紅藻中都含有結構性的或是可誘導的代過氧化物酶亞基, 這些亞基都發(fā)生了鹵化作用[8]。藻類識別病原微生物后, 出現快速而強烈的ROS升高同時也伴隨著鹵酸的產生, 它可以將不同的有機物質鹵化。當藻類被強光、紫外線或溫度變化、咬噬處理時, 隨著氧壓迫的出現, 其體內會產生碘代、溴代或氯代有機物[9]。

在褐藻L.digitata中, 由褐藻酸誘導的氧呼吸爆發(fā)伴隨著含碘的鹵烴和分子碘的快速釋放[10]。而在紅藻G. Conferta中, 由瓊膠寡糖引起H2O2釋放, 導致溴化物活性的迅速增加, 使葉片頂部出現白化[3]。說明膜相關的ROS產生和信號提供了釩過氧化物酶所需的某些底物。

但是, 迄今為止, 沒有一個實驗證實它們可以作為殺滅微生物的物質。相反的, 最近的研究發(fā)現鹵酸能誘導菌膜的分散, 而且L. digitata中的天然鹵素過氧化酶會使酰化的高絲氨酸內酯失活[11]。

1.3 氧化的多不飽和脂肪酸(Oxylipins)

Oxylipins是指一類由不飽和脂肪酸被氧化后所形成的一類脂類衍生物, 作為信號分子或毒素起作用, 在抵御外界生物或非生物脅迫中具有重要作用。Oxylipins信號分子的合成涉及脂氧合酶(lipoxgenase, LOXs), 環(huán)氧化酶(cyclooxygenases, COX)和細胞色素P450(cytochrome P450, CYP)酶。在動物體中, 來自C20多不飽和脂肪酸的過氧化氫在調節(jié)動物細胞的炎癥過程、過敏反應、以及來自外界的病原菌感染、藥物侵害和異源性物質中起到免疫響應[12], 陸源植物沒有合成花生四烯酸的能力, 因此使用C18和C16衍生物作為防御激素, 參與到植物體的機械性損傷、病原菌侵襲以及食草動物的咀嚼過程等免疫響應中[13]。

許多海洋藻類能產生Oxylipins, 有些結構屬于前列腺素和白三烯系列, 與COX和LOXs的產物結構驚人的相似。根據研究分析, 紅藻和褐藻的Oxylipins來自于C18和C20的脂肪酸, 通常5R-, 8R-, 9S-, 12S-, 和15S-LOXs作用于C20脂肪酸, 以及 ω3-, ω6-, ω9-,和ω10-脂氧合酶作用于C18脂肪酸, 其他的紅藻主要通過8-, 9-和12-LOXs途徑產生羥脂[14]。Gerwick等[15]發(fā)現紅藻Rhodymenia pertusa中有功能性5R-LOXs, 它們很可能通過白三烯A類的中間物產生。同時一些新研究證明了藻類中的LOXs與藻類免疫防御有關, 在C. crispus受到效應因子刺激發(fā)生氧爆發(fā)的同時, LOXs同源蛋白表達量上調, 產生各種Oxylipins, 這些Oxylipins來自于花生四烯酸或亞麻酸和亞油酸的代謝產物, 花生四烯酸是已經在紅藻中得到驗證的“動物型”的C20脂肪酸, 亞麻酸和亞油酸是高等植物中Oxylipins的共同前體, 而LOX抑制劑能抑制C. crispus配子體的天然抗性。說明了藻類C. crispus中同時含有C18和C20的Oxylipins的雙重免疫防御信號[16]。

Küpper等[7]利用兩種不同的LPS或寡聚糖刺激褐藻L. digitat30min后檢測到C18和C20的游離脂肪酸含量的上升, 但亞麻酸和二十碳五烯酸衍生物的積聚只能在用LPS處理的實驗中檢測到, 說明了寡聚糖不能刺激L. digitat產生Oxylipins。瓊膠寡糖也不能刺激G. chilensis產生Oxylipins[17]。

在高等植物中C18和C16脂肪酸的衍生物會產生茉莉酸(jasmonates, JA), 在動物中C20脂肪酸產生前列腺素, 這些物質被稱為防御激素[1]。在大型藻類中, JA或結構類似物也擔當第二信使的作用[14]。茉莉酸甲酯(methyl jasmonate, MeJA)能夠誘導Fucus vesiculosus生成更多的多酚類防御化合物, 同時能夠誘導C. crispus對Acrochaete operculata的短暫抗性[16], 但到目前為止, 沒有證據顯示 MeJA 是C.crispus的內源物質。

1.4 超敏反應(Hypersensitive Response, HR)

高等植物受病原菌攻擊的部位會出現超敏性細胞死亡反應, 這是一種保護性的方式[18]。在大型藻類中也有類似的響應, 當大型藻類被微生物感染后, 經常會觀察到細胞死亡[1]。比如在Laminaria japonica中, 海藻酸降解菌能誘導細胞死亡, 但對具有非常高抗氧化能力的抗性株不行[19], 說明寡聚褐藻酸識別后的ROS積累對這個反應非常關鍵。在Gracilariasp.生長過程中加入瓊膠寡糖后, 會出現頂端細胞死亡, 同時加入過氧化氫酶能夠減輕這種癥狀, 說明ROS參與細胞程序性死亡反應[20]。

呼吸和磷酸化解偶聯(lián)是程序性細胞死亡的必要條件, ROS的大量產生, 會改變ROS平衡[1]。比如用瓊膠寡糖刺激Gracilariasp.時, 這樣的解偶聯(lián)出現了, 導致呼吸增強, 當加入呼吸抑制劑, 如抗霉素A時, 減少了由寡糖引起的細胞死亡。除線粒體外, 葉綠體也涉及了瓊寡糖刺激的細胞死亡, 但這種作用依賴于小劑量的光照[3]。

1.5 海藻的遠距離信號傳導

海洋植物所處的環(huán)境與陸地植物不同, 它們被礦物質豐富的海水所包圍, 并不需要專門的運輸脈管運輸水分和營養(yǎng)物質, 除了大型海藻如海帶屬中的海帶類外, 其他海洋植物沒有脈管系統(tǒng)[18], 因此, 可能會發(fā)展出其他的機制將信號傳遞到整個植株。Potin等[14]研究發(fā)現褐藻酸寡糖能夠增強C. crispus孢子體對A. operculata的短暫抗性和激活類苯基丙烷代謝, 然而誘導的抗性并非系統(tǒng)性的。因為只有浸在激發(fā)子的葉片部分能夠激發(fā)對A. operculata的抗性保護, 說明這種紅藻沒有內在的傳輸信號而是由激發(fā)子激發(fā)而獲得的抗性, 但也不排除是外在的信號物質誘導的。Toth等[21]認為海洋植物在受到入侵者侵害時能夠警示同類的其他生物, 當海螺咬噬Ascophyllum nodosum時, 所釋放的水溶性物質能夠使其他沒有受到入侵的植物被激活, 產生具防御作用的褐藻多酚, 防止海螺的繼續(xù)侵蝕。借助空氣傳播的信號物質也可能存在, 至少在潮間帶, 在低潮時, 甲基茉莉酸能誘導巖石上生長的Fucus vesiculosus積累多酚, 用5.42～542nmol/L甲基茉莉酸刺激1h, 10～14d內, 多酚物質增長1.6倍[22]。

2 防御基因及蛋白表達

高等動物植物在識別微生物相關分子模式(microbe-associated molecular patterns, MAMPs)或病原體誘導的分子模式(pathogen-induced molecular patterns, PIMPs)后能夠瞬間激活一類酶, 如NADPH氧化酶, 同時也會引起防御相關蛋白表達量的上 調[1]。藻類在識別MAMPs或PIMPs后也會產生類似的防御響應。如在C. Crispus配子體階段, 用內生性病原菌A. operculata的提取液刺激C. Crispus7h后, 發(fā)現苯丙氨酸解氨酶表達量急劇上調, 提高了藻體對病原菌的抗性[16]。

Crépineau等[23]通過分析L. Digitata孢子體和配子體的表達序列標簽(expressed sequence tags, EST)庫發(fā)現, 在905個EST序列中, 44%能確定功能, 從中發(fā)現了152個新的功能性蛋白。與配子體比較, 孢子體庫中的vHPO轉錄水平更高。利用EST序列并結合互補的蛋白組學對cDNA克隆分析, 許多釩溴代過氧化物酶(vanadium-dependent bromoperoxidase, vBPO)和釩碘代過氧化酶(vanadium-dependent iodoperoxidase, vIPO)已經被鑒定, 它們同屬于一個多基因家族中, 一種vIPO可能在孢子體中負責碘氧化和轉移[24]。對于處于嚴重氧壓迫條件下的L. digitata原生質體的轉錄分析發(fā)現, 許多vHPO相關酶具有類似鹵化有機化合物的作用。奇怪的是, EST編碼的其他關鍵的抗氧化酶, 如過氧化氫酶, 超氧化物歧化酶, 谷胱甘肽過氧化物酶或抗壞血酸過氧化物酶在這個庫中沒找到[25]。

對C. crispus配子體原生質體的EST庫分析發(fā)現, 有高比例的解毒和熱激蛋白產生, 說明在藻類中也有壓力相關蛋白的存在[26]。利用C. crispus的EST庫進行的cDNA生物芯片研究發(fā)現,C. crispus遇到植物激素MeJA時, 基因表達譜出現變化, 6%的基因出現了響應, 最大響應是在6h出現。上調的基因包括: DHAP合酶, 谷胱甘肽-S-轉移酶, 熱激蛋白20, 藻青蛋白裂解酶的基因。下調的基因有: 葡萄糖激酶, 磷酸葡萄糖異構酶, 核糖體蛋白的基因。上調的基因被認為與脅迫有關, 下調的基因與能量轉化和初級代謝有關[27]。有趣的是, DHAP合酶, 作為莽草酸通路中的第一個酶, 受 MeJA刺激上調, 這說明oxylipin通路參與了對次級代謝反應的調節(jié)[16]。另外, Hervé等[28]在C. crispus配子體EST庫中鑒定出了rboh基因。更早的研究發(fā)現, 當在C. crispus配子體中加入了A. operculata的游動孢子時,Ccrboh被誘導激活, 在24h內均保持著一個高水平。當游動孢子萌發(fā)試圖通過細胞壁進入到C. crispus中時,Ccrboh基因的mRNA表達量積聚上升, 這種上升已被證實是通過合成NADPH氧化酶, 參與氧化防御響應[29]。

目前紅藻Porphyra yezoensis葉狀體有10154條ESTs序列, 其中包括3267個非多余ESTs, 其中33.1%有推斷的生化功能, 絲狀體中有10265條ESTs序列[30]。對P. yezoensis的EST庫的序列分析, 發(fā)現了NADPH氧化酶gp91phox的同源序列。

3 幾種典型藻類免疫防御的研究

3.1 褐藻類的免疫防御研究

對褐藻免疫防御的研究主要集中于大型經濟海藻海帶屬Laminaria上。氧爆發(fā)是褐藻的重要防御機制, 在對45種褐藻受到褐藻膠寡糖刺激時產生氧化爆發(fā)響應能力的研究發(fā)現, 潮間帶的褐藻能夠產生更多量的H2O2釋放, 這類藻的褐藻酸含量豐富。當用DPI處理藻體時, 藻體會失去氧化爆發(fā)能力, 并且容易受到病原菌的攻擊[31], Küpper等[6]研究發(fā)現, 褐藻酸寡糖降解產物能刺激L. digitata孢子體迅速產生強烈的呼吸作用及氧爆發(fā)反應。但藻體受到一次激發(fā)后3h內不再產生響應。經褐藻酸寡糖處理的L. digitata能抑制其內生病原體Laminariocolax tomentosoides的侵染, 說明了褐藻酸寡糖信號在調節(jié)褐藻和其潛在病原菌間的互作中起到重要作用。另外, 褐藻酸寡糖的誘導能力依賴于寡糖的劑量和結構,L.digitata能高效地響應α-1,4古洛糖醛酸的聚合模式。

Ritter等[32]在2008年報道,L. Digitata在銅脅迫24h后, 脂質過氧化物的量升高了4倍, 伴隨大量的不飽和脂肪酸的釋放, 并氧化級聯(lián)形成Oxylipins, 說明在銅離子脅迫下能夠誘導藻類的免疫反應。同時對細胞修復和解毒基因進行定量檢測發(fā)現, 6h后熱休克蛋白70、谷胱甘肽-S-轉移酶、甲硫氨酸亞砜還原酶和硫氧還蛋白1基因表達量上升了2～8倍, 表達量一直維持在高水平。超氧化物歧化酶和硫氧還蛋白4基因在6h后表達量上升4倍, 之后在24h時開始降低。Küpper等[33]利用花生四烯酸、亞麻酸和甲基茉莉酸刺激褐藻L. digitata, 發(fā)現了氧爆發(fā)現象, 這種響應能被DPI部分抑制, 這是首次發(fā)現自由脂肪酸能夠誘導藻類產生氧爆發(fā)的研究。用花生四烯酸刺激后檢測到一些自由脂肪酸和羥基衍生物含量的上升, 這種防御反應與之前所報道的褐藻寡糖觸發(fā)氧化爆發(fā)相似。說明脂類氧化信號在褐藻的誘導防御中具有重要的作用。

3.2 紅藻類的免疫防御研究

3.2.1 江蘺屬Gracilaria的免疫防御研究

Gracilaria conferta是一種經濟類紅藻, 具有很高的商業(yè)價值。在G. conferta的免疫防御研究方面, Weinberger等[3]進行了大量的工作, 他們發(fā)現在G. conferta培養(yǎng)基中分別加入瓊脂、瓊脂糖或新瓊脂四糖和六糖后能夠引起藻體的活性氧爆發(fā)、呼吸快速增強和鹵化活性快速提高等響應。用新瓊脂六糖處理藻體3min后, 就能觀察到藻體呼吸加強, 比基礎呼吸高出6倍。隨后會誘導藻體產生H2O2釋放, 并瞬間提高藻體的溴化活性。幾小時后隨著釋放H2O2量的增加以及活性氧的產生, 會引起葉片尖端的白化。說明藻類能夠識別低聚糖, 并作為外源激發(fā)子激活免疫防御。其防御結果是殺死藻體表面的附生菌。大約60%的附生菌群在藻體被新瓊膠六糖激發(fā)后的60min內消滅; 大約90%的瓊膠降解菌在藻體被激發(fā)的15min內被消滅, 說明瓊膠寡糖刺激G. conferta引發(fā)的反應是一種積極的免疫防御, 它能有效地阻止病原菌酶對自身細胞壁的攻擊[34]。另外,G. conferta對寡糖激發(fā)子的識別存在結構專一性, 卡拉膠、寡聚卡拉膠、新瓊脂二糖、L/D-半乳糖和其他的單糖及低聚糖都不能激發(fā)藻體響應; 而具有6～8個二糖重復單位的瓊膠寡糖引發(fā)藻體氧消耗的活性是最強的。

對同屬的G. chilensis和G. conferta的研究發(fā)現, 雖然兩者都能響應瓊膠寡糖產生H2O2爆發(fā), 但產生機制存在差異。在G. conferta中, 藻體受激發(fā)后活性氧產生在質膜上, 出現瞬時的H2O2釋放, 隨后是長達6h的不感應期。G. conferta的響應受到NADPH氧化酶、蛋白激酶、蛋白磷酸化酶和鈣離子通道等多種抑制劑的抑制, 但對金屬酶抑制劑不敏感。故推測在G. conferta中, 參與H2O2釋放的系統(tǒng)包含瓊膠寡糖特異識別受體和膜定位的NADPH氧化酶。但在G. chilensis中, H2O2的釋放位點在細胞壁上。且G. chilensis響應對金屬酶和黃素酶的抑制劑敏感, 藻體受到第一次寡糖激發(fā)后不存在不感應期。而且H2O2的釋放伴隨培養(yǎng)基中乙醛的積累, 表明G. chilensis中H2O2的產生是與非原生質體定位的瓊膠寡糖氧化酶相關[4]。

除H2O2外, vHOCs在江蘺屬藻體防御中也起著重要作用。Weinberger等[36]發(fā)現, 用瓊膠寡糖處理Gracilariasp.后, 能顯著增強其鹵化的發(fā)生。揮發(fā)性鹵化物的生成速率比基礎高出八倍, 同時能檢測到溴離子的釋放, 作者認為是由于活性氧積累促進鹵化過氧化物酶活性提高引起的。但在G. chilensis中, 瓊膠寡糖不引起藻體鹵化能力的加強。

3.2.2 角叉菜屬Chondrus的免疫防御研究

角叉菜屬的Chondrus crispus細胞壁中含有較高的卡拉膠成分。內生性綠藻A. operculata是C. crispus生長過程中常見的寄生性病原菌, 研究發(fā)現C. crispus孢子體時期是一個敏感的階段, 在此時期, 入侵綠藻能穿透宿主組織并寄生上去, 導致組織嚴重損害同時釋放次級產物使組織降解。C. crispus配子體時期是一個抗性階段, 藻體不會被感染, 可以和病原菌長期共存。對于C. crispus生活史中出現的兩種截然不同的結果, Bouarab等[37]推測可能是由于C. crispus在兩個世代中細胞壁卡拉膠結構成分不同引起的。C. crispus孢子體時期細胞壁成分主要是λ-卡拉膠寡聚糖, 它能調節(jié)A. operculata中蛋白的合成, 加強對瓊膠寡糖的破壞能力。同時能誘導A. operculata合成一類特異性多肽, 顯著地增強A. operculata的致病性。但C. crispus配子體時期細胞壁主要是κ-卡拉膠寡聚糖構成, 能抑制A. operculata對氨基酸的吸收, 并加強宿主對A. operculata的識別能力, 從而減少病原毒性.同時分別用無細胞提取液刺激C. crispus時。孢子體時期只能產生很低濃度的H2O2, 而配子體時期會出現氧爆響應, 殺死入侵的病原菌。Weinberger等[38]的研究還發(fā)現, 配子體階段C. crispus釋放H2O2的響應不會受到DPI的抑制。同時H2O2的產生不受褐藻酸和卡拉膠的誘導, 但加入L-Asn時, H2O2的釋放伴隨著培養(yǎng)基中醛、酮及胺的積累。說明防御反應是由L-氨基酸氧化酶催化的, 并將L-Asn選擇性的轉化成酮酸、H2O2和胺。而A. operculata釋放的Asn強烈依賴于宿主產生的卡拉膠種類。孢子體產生的λ-卡拉膠不會觸發(fā)Asn的釋放, 而κ-卡拉膠能在24～36h內強烈引起病原體釋放Asn。作者認為κ-卡拉膠和Asn在C. crispus和A. operculata相互作用的模型是: 當寄生綠藻A. operculata穿透紅藻后, 紅藻卡拉膠組織斷裂, 產生的卡拉膠寡糖觸發(fā)病原體釋放Asn, 該氨基酸被紅藻中的氨基酸氧化酶轉變成H2O2和α-酮酸, 氧化物導致病原體細胞死亡。

4 討論與展望

高等植物是借助于細胞表面的模式識別受體(pattern recognition receptors, PRRs)對MAMPs或PIMPs進行識別, 根據以上研究, 藻類在受到激發(fā)子誘導時, 會產生普遍性的、類似的化學防御物質, 說明這些藻類中也存在著與高等植物相似的先天性免疫反應。另外, 由于藻體沒有維管組織, 整個生命史階段都處于水環(huán)境包圍等因素, 藻類還擁有動植物沒有的免疫特性, 會產生一些特異性的信號傳遞, 如釋放一些水溶性物質進行藻體間的交流。但目前這些研究只停留在一些零散的現象觀察, 缺少系統(tǒng)的有關藻體信號傳導的研究。無論是藻體細胞表面的受體蛋白對MAMPs或PIMPs的識別, 還是藻體本身或藻體之間免疫防御信號的傳導路線, 以及信號識別后所引起的防御基因的表達、調控等都知之甚少。因此通過對受體蛋白的分離鑒定; 信號通路中各基因、蛋白的轉錄、表達; 效應物質的鑒定和定量分析; 以及藻體自身細胞間或不同個體間的信號交流的研究, 將能獲得全面的藻類先天性免疫和藻類進化的相關信息。

近年來海洋藻類養(yǎng)殖業(yè)倍受重視, 很多國家已將海帶、紫菜等多種藻類的養(yǎng)殖發(fā)展成為一種重要的經濟產業(yè)。但目前藻類養(yǎng)殖面臨著種質退化、抗病能力脆弱、病害頻發(fā)等問題, 所以藻類的抗病育種引起人們的關注。通過對藻類免疫防御反應分子機制的深入研究, 能夠挖掘出與抗性相關的基因和效應物質, 將其開發(fā)為育種的篩選指標, 通過監(jiān)測基因表達水平的變化和關鍵化合物的含量變化, 培育、篩選優(yōu)良品系。同時, 對藻類抗性激發(fā)子的研究, 還能夠開發(fā)應用于藻類養(yǎng)殖的生物農藥, 起到抗病豐產的目的。

[1] Weinberger F. Pathogen-Induced defense and innate immunity in macroalgae[J]. Biol Bull, 2007, 213: 290-302.

[2] Bolwell G P. Role of active oxygen species and NO in plant defence response[J]. Curr Opin Plant Biol, 1999, 2: 287-294.

[3] Weinberger F, Friedlander M, Hoppe H G. Oligoagars elicit a physiological response inGracilaria conferta(Rhodophyta)[J]. J Phycol, 1999, 35: 747-755.

[4] Weinberger F, Leonardi P, Miravalles A, et al. Dissection of two distinct defense-related responses to agar oligosaccharides inGracilaria chilensis(Rhodophyta)andGracilaria conferta(Rhodophyta)[J]. J Phycol, 2005a, 41: 863-873.

[5] Torres M A, Dangl J. Functions of the respiratory burst oxidase in biotic interactions, abiotic stress and development[J]. Curr Opin Plant Biol, 2005, 8: 397-403.

[6] Küpper F C, Kloareg B, Guern J, et al. Oligoguluronates elicit an oxidative burst in the brown algal kelpLaminaria digitata[J].Plant Physiol,2001, 125: 278-291.

[7] Küpper F C, Gaquerel E, Boneberg E M, et al. Early events in the perception of lipopolysaccharides in the brown algaLaminaria digitatainclude an oxidative burst and activation of fatty acid oxidation cascades[J]. J Exp Bot, 2006, 57: 1991-1999.

[8] Butler A. Vanadium haloperoxidases[J]. Curr Opin Chem Biol,1998, 2: 279-285.

[9] Amsler C D. Algal Chemical Ecology[M]. Berlin Heidelberg: Springer Verlag, 2008.

[10] Palmer C J, Anders T L, Carpenter L J, et al. Iodine and halocarbon response ofLaminaria digitatato oxidative stress and links to atmospheric new particle production[J]. Environ Chem,2005, 2: 282-290.

[11] Borchardt S A, Allain E J, Michels J J, et al. Reaction of acylated homoserine lactone bacterial signaling molecules with oxidized halogen antimicrobials[J]. Appl Environ Microbiol,2001, 67: 3174-3179

[12] Soberman R J, Christmas P. The organization and consequences of eicosanoid signaling[J]. J Clin Investig, 2003, 111: 1107-1113.

[13] Farmer E E, Alméras E, Krishnamurthy V. Jasmonates and related oxylipins in plant responses to pathogenesis and herbivory[J]. Curr Opin Plant Biol,2003, 6: 372-378.

[14] Potin P, Bouarab K, Salaün J P, et al. Biotic interactions of marine algae[J]. Current Opinion in Plant Biology, 2002, 5: 1369-5266.

[15] Gerwick W H, Jiang Z D, Ketchum S O. 5-Lipoxygenase-derived oxylipins from the red algaRhodymenia pertusa[J]. Phytochemistry,2000, 53: 129-133.

[16] Bouarab K, Adas F, Gaquerel E, et al. The innate immunity of a marine red alga involves oxylipins from both the eicosanoid and octadecanoid pathways[J]. Plant Physiol,2004, 135: 1838-1848.

[17] Lion U, Wiesemeier T, Weinberger F, et al. Phospholipases and galactolipases trigger oxylipin-mediated wound-activated defence in the red algaGracilaria chilensisagainst epiphytes[J]. Chembiochem, 2006, 7: 457-462.

[18] Van Breusegem F, Dat J F. Reactive oxygen species in plant death[J]. Plant Physiol,2006, 141: 384-390

[19] Tang X, Wang Y, Li K, et al. Relationship between resistance against alginic acid decomposing bacteria and antioxidative activity inLaminaria japonica[J]. J Fish Sci China, 2002, 9: 14-17.

[20] Weinberger, F. Epiphyte-host interactions:Gracilaria conferta(Rhodophyta) and associated bacteria. PhD Dissertation[D]. Kiel:Christian -Albrechts Universit?t, 1999.

[21] Toth G B, Pavia H. Water-borne cues induce chemical defence in a marine algaAscophyllum nodosum[J]. Proc Natl Acad Sci USA,2000, 97: 14418-14420.

[22] Arnold T M, Targett N M, Tanner C E, et al. Evidence for methyl-jasmonate-induced phlorotannin production inFucus vesiculosus(Phaeophyceae)[J]. J Phycol,2001, 37: 1026-1029.

[23] Crépineau F, Roscoe T, Kaas R, et al. Characterisation of complementary DNAs from the expressed sequence tag analysis of life cycle stages ofLaminaria digitata(Phaeophyceae)[J]. Plant Mol Biol, 2000, 43: 503-513.

[24] Colin C, Leblanc C, Wagner E, et al. The brown algal kelpLaminaria digitatafeatures distinct bromoperoxidase and iodoperoxidase activities[J]. J Biol Chem, 2003, 278: 23545-23552.

[25] Roeder V, Collén J, Rousvoal S, et al. Identification of stress gene transcripts inLaminaria digitata(Phaeophyceae) protoplast cultures by Expressed Sequence Tag analysis[J]. J Phycol, 2005, 41: 1227-1235.

[26] Collén J, Roeder V, Rousvoal S, et al. An expressed sequence tag analysis of thallus and regenerating protoplasts ofChondrus crispus(Gigartinales, Rhodophyceae)[J]. J Phycol, 2006a, 42: 104-112.

[27] Collén J, Hervé C, Guisle-Marsollier I, et al. Expression profiling ofChondrus crispus(Rhodophyta) after exposure to methyl jasmonate[J]. J Exp Bot, 2006b, 57: 3869-3881

[28] Hervé C, Tonon T, Collén J, et al. NADPH oxidases in eukaryotes: red algae 1provide new hints![J] Curr Genet, 2006, 49: 190-204.

[29] Bouarab K, Potin P, Correa J, et al. Sulfated oligosaccharides mediate the interaction between a marine red alga and its green algal pathogenic endophyte[J]. Plant Cell, 1999, 11: 1635-1650.

[30] Asamizu E, Nakajima M, Kitade Y, et al. Comparison of RNA expression profiles between the two generations ofPorphyra yezoensis(Rhodophyta), based on Expressed Sequence Tag frequency analysis[J]. J Phycol, 2003, 39: 923-930.

[31] Küpper F C, Muller D G, Potin P, et al. Oligoalginate recognition and oxidative burst play a key role in natural and induced resistance of sporophytes ofLaminariales[J]. Journal of Chemical Ecology, 2002, 28(10): 2057-2081.

[32] Ritter A, Goulitquer S, Salaün J P, et al. Copper stress induces biosynthesis of octadecanoid and eicosanoid oxygenated derivatives in the brown algal kelpLaminaria digitata[J]. New Phytologist,2008, 180: 809-821.

[33] Küpper F C, Gaquerel E, Cosse A, et al. Free fatty acids and methyl jasmonate trigger defense reactions inLaminaria digitata[J]. Plant Cell Physiol, 2009, 50(4): 789-800.

[34] Weinberger F, Michael F. Response ofGracilaria conferta(Rhodophyta) to oligoagars results in defense against agar-degrading epiphytes[J]. J Phycol, 2000, 36: 1079-1086.

[35] Weinberger F, Richard C, Kloareg B, et al.Structure-activity relationship of oligoagar elicitors towardGracilaria conferta(Rhodophyta)[J].J Phycol,2001, 37: 418-426.

[36] Weinberger F, Coquempot B, Forner S, et al. Different regulation of haloperoxidation during agar oligosaccharide-activated defense mechanisms in two related red algae,Gracilariasp.andGracilaria chilensis[J]. Journal of Experimental Botany,2007, 58(15/16): 4365-4372.

[37] Bouarab K, Potin P, Kloareg B, et al. Sulfated oligosaccharides mediate the interaction between a marine red algal and its green algal pathogenic endophyte[J]. The Plant Cell, 1999, 11: 1635-1650.

[38] Weinberger F, Pohnert G, Kloareg B, et al. A signal released by an endophytic attacker acts as a substrate for a rapid defensive reaction of the red algaChondrus crispus[J].Chem Bio Chem, 2002, 12: 1260-1263.