顧進寶, 陽立波, 曹樹青
(合肥工業(yè)大學 生物與食品工程學院,安徽 合肥 230009)
隨著地球生態(tài)環(huán)境的日益惡化,植物要面對多種脅迫條件,因此研究植物抗逆機制以幫助植物度過難關(guān)十分必要。擬南芥對干旱脅迫的耐受主要通過減少蒸騰、節(jié)約用水、增加水分來源3條途徑[1]。擬南芥可通過調(diào)節(jié)氣孔開閉來減少蒸騰失水,也可通過減緩植物生長發(fā)育過程,體現(xiàn)為植物生長較小,且會較快進入生殖生長,干旱環(huán)境還能促進植物根系向四周生長以吸收更多水[1]。擬南芥調(diào)節(jié)干旱耐受的分子機制主要通過甲基化(去甲基化)修飾、植物激素(ABA、IAA等)相關(guān)代謝途徑[2]、相關(guān)轉(zhuǎn)錄因子家族(DREB、MYB/MYC、NAC等[3-6])、蛋白激酶[7]和某些共激活因子[8]的表達等進行調(diào)節(jié),且各調(diào)節(jié)機制不一定能相互疊加以增強干旱耐受或敏感的效應(yīng)[9],而是在一個有機整體內(nèi)通過很多代謝途徑共同調(diào)控完成[10]。本實驗室在前期工作中篩選得到一個具有干旱耐受表型的突變體lwt2-1,通過對該突變體的研究,揭示植物在干旱脅迫耐受過程中某些未知的調(diào)控機制。本文通過構(gòu)建該突變體的互補材料和相應(yīng)基因的過表達材料,為該突變體的深入研究奠定基礎(chǔ)。
1.1.1 實驗材料
擬南芥(Arabidopsis thaliana)哥倫比亞野生型(Col-0),購于美國擬南芥種質(zhì)資源中心,由本實驗室繁衍保存。
1.1.2 主要試劑
TransScript One-Step gDNA Removal and cDNA Synthesis SuperMix反轉(zhuǎn)錄試劑盒、pEASY-blunt ZERO Cloning Kit購于北京全式金公司,總RNA抽提試劑盒、Taq PCR Master-Mix百泰克、限制性內(nèi)切酶BamHⅠ、SacⅠ和EcoRⅠ、高保真酶Phusion、T4DNA連接酶購于NEB公司。
1.1.3 宿主菌和載體
平末端載體pEASY-blunt ZERO Cloning Kit和感受態(tài)細胞Trans1-T1Chemically Competent Cell(購自全式金公司)?;パa載體pCAMBIA 1301,過表達載體pCAMBIA 130135SN。
1.2.1 擬南芥植株培養(yǎng)
將種子用5%次氯酸鈉浸洗7min,用無菌水洗5次以除去殘留次氯酸鈉液,然后將種子點于1/2MS固體培養(yǎng)基上,于4℃春化3d,最后置于正常培養(yǎng)條件下(光強度為100μmol/(m2·s)、光周期為16/8h、培養(yǎng)溫度為23℃)培養(yǎng)14d后移栽至小盆中。
1.2.2 擬南芥LWT2基因克隆
植物總RNA抽提試劑盒抽提組織中總RNA,詳細方法見說明書。
以總RNA為模板,用TransScript One-Step gDNA Removal and cDNA Synthesis SuperMix反轉(zhuǎn)錄試劑盒合成cDNA。植物基因組DNA用CTAB法提取。
根據(jù)TAIR中提供的基因gDNA和cDNA序列,利用Primer Premier 5.0軟件設(shè)計引物,并正向和反向引物的5′端加上所需的酶切位點和相應(yīng)保護堿基。過表達載體選用BamHⅠ、SacⅠ,互補載體選用BamHⅠ、EcoRⅠ。
分別以gDNA和cDNA為模板,用Pusion高保真擴增酶進行PCR擴增,反應(yīng)條件如下:95℃預(yù)變性5min,95℃變性30s,55℃退火30s,72℃延伸80s,共30個循環(huán),72℃延伸5min,4℃保存。聚合酶鏈式反應(yīng)(polymerase chain reaction,PCR)產(chǎn)物用1%瓊脂糖凝膠進行電泳檢測,并回收純化目的條帶。
將回收純化的相應(yīng)片段與pEASY-blunt ZERO Cloning Kit平末端載體連接[11],轉(zhuǎn)入Trans1-T1感受態(tài)細胞中,用含有50μg/mL卡那霉素的LB固體培養(yǎng)基篩選陽性克隆。挑取單菌落,進行菌落PCR驗證,并選取正確克隆接種于50μg/mL卡那霉素的LB液體培養(yǎng)基37℃培養(yǎng)16h。用百泰克質(zhì)粒小抽提取質(zhì)粒并測序。測序正確的質(zhì)粒用限制性內(nèi)切酶切下目的條帶后用膠回收方法純化后分別連接至pCAMBIA 1301和pCAMBIA 130135SN。
1.2.3 互補和過表達載體的構(gòu)建
測序正確的質(zhì)粒用對應(yīng)的酶切下目的條帶后用膠回收方法純化?;厥掌芜B接至相應(yīng)載體,轉(zhuǎn)入Trans T1菌株中,用含有50μg/mL卡那霉素的LB固體培養(yǎng)基篩選陽性克隆,挑取單菌落,進行菌落PCR驗證,并選取正確克隆接種于50μg/mL卡那霉素的LB液體培養(yǎng)基37℃培養(yǎng)16h。用百泰克質(zhì)粒小抽提取質(zhì)粒并測序。選擇正確質(zhì)粒轉(zhuǎn)化GV3101農(nóng)桿菌菌株,用含有50μg/mL卡那霉素和50μg/mL利福平的LB固體培養(yǎng)基篩選陽性克隆。挑取單菌落,進行菌落PCR驗證,并選取正確克隆接種于50μg/mL卡那霉素和50μg/mL利福平的LB液體培養(yǎng)基28℃培養(yǎng)至OD值為1.6左右,再用浸花法轉(zhuǎn)化擬南芥[12]。
1.2.4 陽性苗及單插入篩選
將轉(zhuǎn)化的擬南芥種子撒到含有30μg/mL潮霉素的1/2MS板上純化3d后正常培養(yǎng)14d,長出真葉和根的作為T1植株進行移栽。
將篩選的陽性苗種下后收到種子T2,再用潮霉素篩選鑒定分離比,選取潮霉素耐受(HygR)比對潮霉素敏感(HygS)的個數(shù)比為3∶1的T2進行后續(xù)試驗。
提取擬南芥基因組DNA(gDNA)和RNA,RNA用RT Kit反轉(zhuǎn)錄成cDNA,分別以gDNA和cDNA為模板擴增LWT2基因片段。電泳結(jié)果與目的片段大小一致。LWT2基因全長如圖1a所示,長度為2556bp。LWT2CDS全長如圖1b所示,長度為459bp。
圖1 電泳檢測PCR擴增目的片段
將目的基因與pEasy-blunt載體連接并導入大腸桿菌 Trans1-T1感受態(tài)細胞中,用含50μg/mL Kanamycin的LB平板篩選陽性單克隆。挑取單菌落為模板進行菌落PCR,電泳檢測分析。擴增出的條帶均為陽性結(jié)果,如圖2所示。用含有50μg/mL Kanamycin的LB液體培養(yǎng)基培養(yǎng)后提質(zhì)粒測序。
圖2 重組質(zhì)粒菌落PCR結(jié)果電泳檢測
用限制性內(nèi)切酶BamHⅠ和SacⅠ互補中間載體和pCambia 1301;用限制性內(nèi)切酶BamHⅠ和EcoRⅠ過表達中間載體和pCambia 130135SN,回收正確片段后分別與對應(yīng)載體用T4 DNA連接酶于16℃連接過夜,然后轉(zhuǎn)化DH5α感受態(tài)細胞,用含有50μg/mL Kanamycin的LB平板篩選陽性單克隆。菌落PCR鑒定后搖菌提質(zhì)粒測序。菌落PCR鑒定結(jié)果如圖3所示。
圖3 載體酶切回收后電泳檢測結(jié)果
將獲得測序正確的質(zhì)粒用熱激轉(zhuǎn)化的方法轉(zhuǎn)入農(nóng)桿菌GV3101菌株的感受態(tài)細胞中,用含有50μg/mL卡那霉素和50μg/mL利福平的LB固體培養(yǎng)基篩選陽性克隆。挑取單菌落,進行菌落PCR驗證,結(jié)果如圖4所示。
圖4 菌液PCR鑒定陽性菌驗證
選取正確克隆接種于50μg/mL卡那霉素和 50μg/mL利福平的LB液體培養(yǎng)基28℃培養(yǎng)至OD值1.6左右,再用浸花轉(zhuǎn)化法轉(zhuǎn)化擬南芥。將轉(zhuǎn)化的擬南芥種子撒到含有30μg/mL潮霉素的1/2MS板上純化3d后正常培養(yǎng)14d,挑取長出真葉與根的T1代植株進行移栽。剪下部分葉片提取DNA和RNA,分別在基因組水平上和轉(zhuǎn)錄水平上檢測基因的表達,檢測結(jié)果如圖5所示。
圖5 LWT2轉(zhuǎn)基因植株T1代陽性苗轉(zhuǎn)錄水平的鑒定
選擇正確的陽性苗單株收種子T2,用含有30μg/mL潮霉素的1/2MS板篩選,選擇分離比為3∶1(單插入)的T2種子,選擇對應(yīng)單插入的陽性植株進行后續(xù)試驗。
對植物來說,環(huán)境壓力越來越大。研究植物抗逆機制對提高植物適應(yīng)環(huán)境能力起重要作用。雖然不同物種中代謝途徑的上下游會有差異,但并不影響對基因功能的研究。通過了解植物不同抗逆途徑,可以減少與植物抗逆負相關(guān)的因素,提高正相關(guān)的因素來提高植物的抗逆能力。本文通過遺傳學方法構(gòu)建轉(zhuǎn)基因材料,研究LWT2基因在干旱脅迫調(diào)控過程中的分子機制,為進一步研究該基因的分子機制奠定基礎(chǔ)。
[1]Marshall A,Aalen R B,Audenaert D,et al.Tackling drought stress:RECEPTOR-LIKE KINASES present new approaches[J].The Plant Cell Online,2012,24(6):2262-2278.
[2]Sekine M,Ichikawa T,Kuga N,et al.Detection of the IAA biosynthetic pathway from tryptophan via indole-3-acetamide in Bradyrhizobiumspp[J].Plant and Cell Physiology,1988,29(5):867-874.
[3]Nemhauser J L,Hong F X,Chory J.Different plant hormones regulate similar processes through largely nonoverlapping transcriptional responses[J].Cell,2006,126(3):467-475.
[4]Akhtar M,Jaiswal A,Taj G,et al.DREB1/CBF transcription factors:their structure,function and role in abiotic stress tolerance in plants[J].Journal of Genetics,2012,91(3):385-395.
[5]Agarwal M,Hao Y J,Kapoor A,et al.A R2R3type MYB transcription factor is involved in the cold regulation of CBF genes and in acquired freezing tolerance[J].Journal of Biological Chemistry,2006,281(49):37636-37645.
[6]Vlachonasios K E,Kaldis A,Nikoloudi A,et al.The role of transcriptional coactivator ADA2bin Arabidopsis abiotic stress responses [J].Plant Signaling & Behavior,2011,6(10):1475-1478.
[7]Fujii H,Zhu J K.Osmotic stress signaling via protein kinases[J].Cellular and Molecular Life Sciences,2012,69(19):3165-3173.
[8]Nakashima K,Takasaki H,Mizoi J,et al.NAC transcription factors in plant abiotic stress responses[J].Biochimica et Biophysica Acta(BBA)-Gene Regulatory Mechanisms,2012,1819(2):97-103.
[9]Tardieu F.Any trait or trait-related allele can confer drought tolerance:just design the right drought scenario[J].Journal of Experimental Botany,2012,63(1):25-31.
[10]Tran L S P,Nakashima K,Shinozaki K,et al.Plant gene networks in osmotic stress response:from genes to regulatory networks[J].Methods in Enzymology,2007,428:109-128.
[11]呂申超,王海濤,魚 斌,等.擬南芥HIS1-3基因克隆及表達載體構(gòu)建[J].合肥工業(yè)大學學報:自然科學版,2012,35(1):120-123.
[12]Hua D P,Wang C,He J N,et al.A plasma membrane receptor kinase,GHR1,mediates abscisic acid-and hydrogen peroxideregulated stomatal movement in Arabidopsis[J].The Plant Cell Online,2012,24(6):2546-2561.