李欣玫,左易靈,薛子可,張琳琳,趙麗莉,賀學(xué)禮

河北大學(xué)生命科學(xué)學(xué)院,保定 071002

安西極旱荒漠地區(qū)氣候條件惡劣,植物種類組成和群落結(jié)構(gòu)簡單。膜果麻黃(Ephedraprzewalskii)、紅砂(Reaumuriasongarica)、合頭草(Sympegmaregelii)、珍珠豬毛菜(Salsolapasserina)、泡泡刺(Nitrariasphaerocarpa)作為安西極旱荒漠的代表性植被,分別隸屬麻黃科、檉柳科、藜科和蒺藜科,其群落發(fā)育、分布及對土壤微環(huán)境的調(diào)控作用差異顯著。此外,膜果麻黃等5種植物均具有根系發(fā)達、耐旱、抗風(fēng)沙等特性,對極旱荒漠生態(tài)系統(tǒng)維持具有重要作用。

土壤微生物參與多種生化反應(yīng)過程,是有機物的主要分解者,在陸地生態(tài)系統(tǒng)養(yǎng)分循環(huán)中扮演著重要角色,尤其對C、N循環(huán)過程具有重要意義[1- 2]。土壤微生物特性對土壤基質(zhì)變化敏感,其群落結(jié)構(gòu)組成和生物量等可以反映土壤肥力狀況,是重要的生物學(xué)指標[3- 4]。研究表明,土壤微生物與地表植被類型關(guān)系密切。畢江濤等[5]認為在一定空間尺度具有相似環(huán)境的條件下,隨著植物類型不同,土壤微生物活性和群落結(jié)構(gòu)表現(xiàn)出一定的差異。Ushio等[6]研究認為,植物能夠通過根系分泌物等途徑向土壤輸入不同質(zhì)量的碳源,改變土壤環(huán)境,進而影響土壤微生物群落結(jié)構(gòu)。目前,有關(guān)植被類型對土壤微生物群落結(jié)構(gòu)影響的研究主要集中于濕地、森林、草地等生態(tài)系統(tǒng)[6- 8],對荒漠生境中不同植被下土壤微生物群落結(jié)構(gòu)的研究甚少。

基于此,我們假設(shè)：極旱荒漠生境中,不同植被下土壤微生物群落結(jié)構(gòu)有顯著差異。因此,本試驗采用磷脂脂肪酸(PLFA)法結(jié)合Sherlock微生物鑒定系統(tǒng),研究膜果麻黃等5種極旱荒漠植物根際土壤微生物群落結(jié)構(gòu),深入探討植物種類和土壤因子對微生物群落組成和生態(tài)分布的影響,以期為干旱風(fēng)沙區(qū)荒漠植被恢復(fù)和生態(tài)環(huán)境保護提供依據(jù)。

1 材料和方法

1.1 樣地概況

研究區(qū)位于甘肅安西極旱荒漠國家級自然保護區(qū)(94°45′—97°00′E,39°52′—41°53′N),地處甘肅省瓜州縣境內(nèi)。該地區(qū)屬典型大陸性氣候,年均氣溫7.8—10℃,年均降雨量<52.0mm,季節(jié)分配不均,夏季降雨量占全年降雨的70%左右,年蒸發(fā)量2754.9—3420mm。土壤類型多為灰棕漠土,植被覆蓋度低,主要有紅砂、合頭草、珍珠豬毛菜、泡泡刺、膜果麻黃等(表1)。

表1 5種植物群落基本信息

1.2 樣品采集

于2015年7月在保護區(qū)選取上述5種典型植物群落,分別在每個植物群落按五點采樣法選取5株相隔200m左右、長勢相近的植株,去除土壤表面枯枝落葉層,在距植株主干0—30cm土層范圍內(nèi)采集根樣,自然抖落根樣根際土壤,混合均勻后裝入隔熱性能良好的自封袋帶回實驗室。土樣過2mm篩后,部分保存在-20℃冰箱用于土壤微生物PLFA測定,其余用于土壤理化性質(zhì)測定。

1.3 土壤因子測定

土壤pH用精密酸度計PHS- 3C測定；土壤有效磷用碳酸氫鈉浸提-鉬銻抗比色法；全氮、氨氮、全磷用全自動化學(xué)分析儀Smartchem200測定；堿解氮用堿解擴散法；土壤有機碳用馬弗爐烘干法；按Wright[9]和Janos[10]等方法測定總球囊霉素和易提取球囊霉素；用改進的Brimner和Tabatabai[11]方法測定土壤酸性磷酸酶和堿性磷酸酶,其活性以1g土樣培養(yǎng)1h后酸性磷酸酶和堿性磷酸酶轉(zhuǎn)化對硝基苯磷酸二鈉(PNPP)的量表示。

1.4 土壤微生物磷脂脂肪酸測定

土壤微生物群落結(jié)構(gòu)根據(jù)Bossio等[12]的方法進行測定：將土壤提取液(氯仿∶甲醇∶磷酸緩沖液=1∶2∶0.8,v/v/v)加入到冷凍干燥土壤中提取脂類,利用硅膠柱(SPE-Si,500mg/6mL)進行分離純化,純化后的脂肪酸用KOH-甲醇溶液甲酯化,再加入甲酯化C19:0作為內(nèi)標,用美國Agilent 6890N型GC-MS分析儀結(jié)合Sherlock MIS4.5系統(tǒng)(Sherlock Microbial Identification System)完成檢測分析。單個 PLFA 含量用nmol/g表示,特征磷脂脂肪酸分類見表2。

表2 特征磷脂脂肪酸(PLFA)分類

1.5 數(shù)據(jù)分析

所有數(shù)據(jù)取3個重復(fù)的平均值,用Excel 2010進行整理,利用SPSS 19.0生物統(tǒng)計軟件,對土壤因子和土壤微生物群落進行單因素方差分析,對土壤微生物PLFA進行主成分分析；用Amos Graphics 22.0構(gòu)建結(jié)構(gòu)方程模型(SEM)確定土壤因子與土壤微生物群落的相關(guān)性,其擬合標準如下：2/df<2,P>0.05,RMSEA<0.05。

2 結(jié)果與分析

2.1 土壤理化性質(zhì)

5種植物根際土壤pH均呈堿性；總球囊霉素在泡泡刺中顯著高于膜果麻黃、合頭草和珍珠豬毛菜；酸性磷酸酶在紅砂中顯著高于其他植物；堿性磷酸酶在紅砂和泡泡刺中有最大值；土壤有機碳在合頭草中最高,泡泡刺中最低,其他植物間無顯著差異；氨氮在不同植物間差異顯著；土壤有效磷、全磷、全氮、堿解氮、易提取球囊霉素在不同植物間均無顯著差異(表3)。

2.2 土壤微生物磷脂脂肪酸分析

本試驗選取大于0.01nmol/g的24種PLFA進行分析。主成分分析表明(圖1),與土壤微生物PLFA相關(guān)的3個主成分因子累積貢獻率達96.838%,分別可解釋變量方差的77.140%、12.617%和7.081%。不同植物在PC1、PC2和PC3上分布較散,說明不同植物土壤微生物PLFA組成差異顯著。由表4可知,膜果麻黃、紅砂和珍珠豬毛菜在3個主成分上得分無顯著差異,合頭草、泡泡刺分別在PC3和PC2上的得分顯著最高。

表3 不同植物根際土壤因子

不同字母表示不同植物群落間差異顯著(P<0.05)

表4 不同植物在PC1、PC2和PC3上得分

不同字母表示同一植物群落在不同主成分上得分差異顯著(P<0.05)

圖1 土壤微生物PLFA主成分分析Fig.1 Principal component analysis of soil microbial PLFA E：膜果麻黃Ephedra przewalskii；R：紅砂Reaumuria songarica；S：合頭草Sympegma regelii；N：泡泡刺Nitraria sphaerocarpa；Sa：珍珠豬毛菜 Salsola passerina

將PLFA單體與PC1、PC2和PC3進行相關(guān)性分析可知(表5),15:0 iso、15:0 anteiso、17:0 anteiso(指示革蘭氏陽性菌)；16:1 ω7c、17:1 ω8c、18:1 ω7c(指示革蘭氏陰性菌)；16:0 10-methyl、18:0 10-methyl(指示放線菌)是膜果麻黃根際土壤主要PLFAs。18:0 iso(指示革蘭氏陽性菌)；23:1 ω4c、20:4 ω6c(指示真核生物)；16:1 ω5c(指示AM真菌)是紅砂主要PLFAs,其中18:0 iso、23:1 ω4c僅在紅砂中存在。合頭草根際土壤PLFAs以18:1 ω7c 、19:0 cyclo ω7c(指示革蘭氏陰性菌)；16:0 10-methyl(指示放線菌)；16:3 ω6c、18:3 ω6c(指示真核生物)為主。18:2 ω6c(指示真菌)在泡泡刺中占主導(dǎo)地位。珍珠豬毛菜主要有15:0 iso、15:0 anteiso、17:0 iso、16:0 iso 、17：1 iso ω9c(指示革蘭氏陽性菌)；16:1 ω7c、17:1 ω8c、18:1 ω7c、19:0 cyclo ω7c(指示革蘭氏陰性菌)；16:0 10-methyl、18:0 10-methyl、18:1 ω7c 10-methyl(指示放線菌)；20:4 ω6c(指示真核生物)；16:1 ω5c(指示AM真菌)；18:2 ω6c(指示真菌),其中16:0 iso、17:1 iso ω9c和18:1 ω7c 10-methyl為珍珠豬毛菜特有?？梢?不同植物根際土壤微生物主要PLFA種類和組成差異顯著,但以表征革蘭氏陰性菌、革蘭氏陽性菌和放線菌的特征脂肪酸為主。

表5 不同植物單種特征PLFA與PC1、PC2和PC3的相關(guān)性分析

*P<0.05,**P<0.01; “—”表示在該植物中未檢出

2.3 土壤微生物群落結(jié)構(gòu)分析

5種植物根際土壤微生物群落結(jié)構(gòu)差異顯著(表6),膜果麻黃、泡泡刺和珍珠豬毛菜中革蘭氏陰性菌顯著最高,革蘭氏陽性菌、放線菌和真核生物次之,AM真菌最低；紅砂中革蘭氏陰性菌顯著高于其他微生物；合頭草中AM真菌最高,真菌最低。不同植物,總PLFA、放線菌和真菌表現(xiàn)為珍珠豬毛菜>膜果麻黃>泡泡刺>紅砂>合頭草,革蘭氏陰性菌和革蘭氏陽性菌大小順序為膜果麻黃>珍珠豬毛菜>泡泡刺>紅砂>合頭草,AM真菌在合頭草中顯著最高。真菌/細菌在珍珠豬毛菜中顯著高于其他植物,其他植物間無顯著差異。

表6 不同植物土壤微生物PLFAs含量

不同大寫字母表示同一植物各微生物類群間差異顯著(P<0.05),不同小寫字母表示同一微生物在不同植物群落間差異顯著

2.4 土壤微生物群落與土壤因子相關(guān)性分析

相關(guān)性分析可知(表7),土壤pH與革蘭氏陰性菌顯著負相關(guān)；全氮與AM真菌顯著正相關(guān)；氨氮與革蘭氏陰性菌、革蘭氏陽性菌、放線菌和真菌顯著正相關(guān)；堿解氮與革蘭氏陰性菌、革蘭氏陽性菌和放線菌顯著負相關(guān)；酸性磷酸酶與革蘭氏陽性菌和放線菌顯著負相關(guān)；易提取球囊霉素與革蘭氏陰性菌、革蘭氏陽性菌和放線菌顯著正相關(guān);總球囊霉素與真菌顯著負相關(guān)。

*P<0.05,**P<0.01

2.5 植物種類和土壤因子對微生物群落的影響

根據(jù)相關(guān)系數(shù)構(gòu)建結(jié)構(gòu)方程模型(圖2),對植物、易提取球囊霉素、土壤pH、堿解氮與革蘭氏陽性菌、革蘭氏陰性菌、放線菌和AM真菌的相關(guān)關(guān)系進行量化(2=8.018,df=16,P=0.948,RMSEA=0,GFI=0.883)。結(jié)果表明,植物通過土壤pH、堿解氮對革蘭氏陰性菌、革蘭氏陽性菌和AM真菌產(chǎn)生間接影響但不顯著,易提取球囊霉素對放線菌有極顯著直接影響,堿解氮是革蘭氏陽性菌和革蘭氏陰性菌的主要影響因子。

圖2 土壤微生物群落與植物、土壤因子結(jié)構(gòu)方程模型分析Fig.2 Structural equation model about soil microbial communities, plants and soil factors 箭頭寬度表示影響程度,箭頭附近的數(shù)字代表標準化路徑系數(shù)(其中表示P<0.001,表示P<0.01,表示P<0.05)

3 討論和結(jié)論

3.1 討論

本試驗中5種植物根際土壤以表征革蘭氏陰性菌、革蘭氏陽性菌和放線菌的特征磷脂脂肪酸為主,其中表征革蘭氏陽性菌的18:0 iso、16:0iso和17:1 iso ω9c分別為紅砂、珍珠豬毛菜特有表征放線菌的18:1 ω7c 10-methyl僅在珍珠豬毛菜中存在,說明不同植物土壤微生物主要PLFA種類和組成差異顯著。Cao等[13]認為由于單種特征PLFA對土壤環(huán)境變化敏感,因此植物介導(dǎo)下土壤性質(zhì)的改變對土壤微生物PLFA有顯著影響。本試驗中,紅砂是典型泌鹽植物,可通過鹽分轉(zhuǎn)移在一定程度上降低土壤鹽分,而珍珠豬毛菜作為C4植物,其根系分泌物能夠改變土壤有機質(zhì),從而影響單種特征PLFA的分布。

5種植物根際土壤微生物群落結(jié)構(gòu)差異顯著。有些研究認為,這可能與植物根系分泌物有關(guān),植物不同,根系分泌物物理化學(xué)性狀不同,從而對土壤微生物產(chǎn)生不同的刺激作用[5]?？侾LFA、放線菌、真菌、革蘭氏陰性菌和革蘭氏陽性菌變化趨勢基本一致,表現(xiàn)為珍珠豬毛菜>膜果麻黃>泡泡刺>紅砂>合頭草,說明珍珠豬毛菜根際土壤環(huán)境更有利于微生物生長。珍珠豬毛菜是C4植物,土壤有機質(zhì)含量高于C3植物[2],加之真菌、革蘭氏陽性菌對木質(zhì)素等物質(zhì)的分解[17],能進一步改善珍珠豬毛菜根際土壤環(huán)境,使其土壤微生物含量更高。Aguilera等[18]研究表明,隨著土壤可利用性養(yǎng)分增加,土壤微生物豐度也隨之提高。膜果麻黃為超旱生常綠灌木、植株較高且具有軸根型根系,而紅砂、合頭草屬小灌木、植株矮小,因此向土壤輸入的養(yǎng)分可能遠低于膜果麻黃,導(dǎo)致其根際土壤微生物含量顯著最低。AM真菌在合頭草中最高,膜果麻黃中最低,可能與AM真菌生長特性有關(guān)。AM真菌作為植物共生真菌,其發(fā)生和分布往往依賴于植物根系[19]且對土壤鹽堿度變化敏感[20]。合頭草根系發(fā)達、側(cè)根眾多,能為AM真菌的侵染和共生提供支持；而膜果麻黃在水平方向上的聚鹽性可能會抑制某些AM真菌生長,導(dǎo)致其根際土壤AM真菌含量顯著降低。真菌/細菌作為表征土壤有機質(zhì)的指標[21],在珍珠豬毛菜中顯著高于其他植物,從側(cè)面反映了珍珠豬毛菜根際土壤質(zhì)量相對最高。

作為植物與土壤環(huán)境之間溝通的橋梁,土壤微生物群落結(jié)構(gòu)必然受到植物和土壤因子的直接影響。本試驗中,與植物相比,土壤因子對土壤微生物群落的影響更為顯著,其中易提取球囊霉素和堿解氮是主要影響因子,這可能與樣地生態(tài)環(huán)境有關(guān)。安西極旱荒漠干旱少雨且在7月份溫度達全年最高值,土壤微生物活性明顯降低,植物凋落物和根系分泌物分解受到抑制,加上降水量低、淋溶作用減弱,導(dǎo)致植物分解產(chǎn)生的營養(yǎng)物質(zhì)對土壤微生物無顯著影響[22]。球囊霉素是AM真菌分泌產(chǎn)生的一類具有一定黏附力的糖蛋白,隨菌絲壁和孢子降解釋放到土壤中,是土壤有機碳庫的重要組成部分,且其黏附力有利于土壤團聚體形成,從而提高土壤通氣性[23],為放線菌提供適宜的生長環(huán)境。堿解氮對革蘭氏陰性菌和革蘭氏陽性菌有顯著負影響,可能與不同碳氮比對細菌的影響有關(guān)。氮素作為細菌細胞的重要成分,其含量越高,細菌自身合成作用越強,所需能量越多,但荒漠土壤有機碳含量較低,無法滿足細菌物質(zhì)合成對能量的需求。此外,氮素含量過高導(dǎo)致土壤積累大量銨鹽,使得土壤pH升高,不利于有機物分解,從而抑制細菌生長。

3.2 結(jié)論

5種荒漠植物根際土壤微生物群落結(jié)構(gòu)差異顯著,并與植物群落和土壤因子密切相關(guān),但土壤因子對土壤微生物影響更為顯著,其中易提取球囊霉素和堿解氮是主要影響因子。這不僅有助于進一步揭示荒漠植物、土壤因子與土壤微生物群落的相互關(guān)系,同時對利用生物技術(shù)進行荒漠植被恢復(fù)具有重要意義。

致謝：河北大學(xué)生命科學(xué)院侯力峰、成斌、郭清華和孫茜同學(xué)幫助采集野外樣品，甘肅安西極旱荒漠國家級自然保護區(qū)和甘肅民勤連古城國家級自然保護區(qū)為野外采樣工作提供便利，特此致謝。

參考文獻(References):

[1] 蔣婧, 宋明華. 植物與土壤微生物在調(diào)控生態(tài)系統(tǒng)養(yǎng)分循環(huán)中的作用. 植物生態(tài)學(xué)報, 2010, 34(8): 979- 988.

[2] Porazinska D L, Bardgett R D, Blaauw M B, Hunt H W, Parsons A N, Seastedt T R, Wall D H. Relationships at the aboveground-belowground interface: plants, soil biota, and soil processes. Ecological Monographs, 2003, 73(3): 377- 395.

[3] Pankhurst C E, Hawke B G, Mcdonald H J, Kirkby C A, Buckerfield J C, Michelsen P, O′Brien K A, Gupta V V S R, Doube B M. Evaluation of soil biological properties as potential bioindicators of soil health. Australian Journal of Experimental Agriculture, 1995, 35(7):1015- 1028.

[4] 李晨華, 李彥, 謝靜霞, 唐立松. 荒漠-綠洲土壤微生物群落組成與其活性對比. 生態(tài)學(xué)報, 2007, 27(8):3391- 3399.

[5] 畢江濤, 賀達漢. 植物對土壤微生物多樣性的影響研究進展. 中國農(nóng)學(xué)通報, 2009, 25(9): 244- 250.

[6] Ushio M, Wagai R, Balser T C, Kitayama K. Variations in the soil microbial community composition of a tropical montane forest ecosystem: Does tree species matter? Soil Biology and Biochemistry, 2008, 40(10): 2699- 2702.

[7] Bossio D A, Fleck J A, Scow K M, Fujii R. Alteration of soil microbial communities and water quality in restored wetlands. Soil Biology and Biochemistry, 2006, 38(6): 1223- 1233.

[8] Breulmann M, Schulz E, Wei?huhn K, Buscot F. Impact of the plant community composition on labile soil organic carbon, soil microbial activity and community structure in semi-natural grassland ecosystems of different productivity. Plant and Soil, 2012, 352(1/2): 253- 265.

[9] Wright S F, Upadhyaya A. A survey of soils for aggregate stability and glomalin, a glycoprotein produced by hyphae of arbuscular mycorrhizal fungi. Plant and Soil, 1998, 198(1): 97- 107.

[10] Janos D P, Garamszegi S, Beltran B. Glomalin extraction and measurement. Soil Biology and Biochemistry, 2008, 40(3): 728- 739.

[11] 魯如坤. 土壤農(nóng)業(yè)化學(xué)分析方法. 北京: 中國農(nóng)業(yè)科技出版社, 2000: 271- 272.

[12] Bossio D A, Scow K M. Impacts of carbon and flooding on soil microbial communities: phospholipid fatty acid profiles and substrate utilization patterns. Microbial Ecology, 1998, 35(3): 265- 278.

[13] Cao Y S, Fu S L, Zou X M, Cao H L, Shao Y H, Zhou L X. Soil microbial community composition under Eucalyptus plantations of different age in subtropical China. European Journal of Soil Biology, 2010, 46(2): 128- 135.

[15] 左易靈, 賀學(xué)禮, 王少杰, 趙麗莉. 磷脂脂肪酸(PLFA)法檢測蒙古沙冬青根圍土壤微生物群落結(jié)構(gòu). 環(huán)境科學(xué), 2016, 37(7): 2705- 2713.

[16] Djukic I, Zehetner F, Watzinger A, Horacek M, Gerzabek M H.Insitucarbon turnover dynamics and the role of soil microorganisms therein: a climate warming study in an Alpine ecosystem. FEMS Microbiology Ecology, 2013, 83(1): 112- 124.

[17] Kelly J J, Favila E, Hundal L S, Marlin J C. Assessment of soil microbial communities in surface applied mixtures of Illinois River sediments and biosolids. Applied Soil Ecology, 2007, 36(2/3): 176- 183.

[18] Aguilera L E, Armas C, Cea A P, Gutiérrez J R, Meserve P L, Kelt D A. Rainfall, microhabitat, and small mammals influence the abundance and distribution of soil microorganisms in a Chilean semi-arid shrubland. Journal of Arid Environments, 2016, 126: 37- 46.

[19] Tawaraya K, Saito M, Morioka M, Wagatsuma T. Effect of phosphate application to arbuscular mycorrhizal onion on the development and succinate dehydrogenase activity of internal hyphae. Soil Science and Plant Nutrition, 1994, 40(4): 667- 673.

[20] Juniper S, Abbott L K. Soil salinity delays germination and limits growth of hyphae from propagules of arbuscular mycorrhizal fungi. Mycorrhiza, 2006, 16(5): 371- 379.

[21] Johnson C K, Vigil M F, Doxtader K G, Beard W E. Measuring bacterial and fungal substrate-induced respiration in dry soils. Soil Biology and Biochemistry, 1996, 28(4/5): 427- 432.

[22] 李強, 周道瑋, 陳笑瑩. 地上枯落物的累積、分解及其在陸地生態(tài)系統(tǒng)中的作用. 生態(tài)學(xué)報, 2014, 34(14): 3807- 3819.

[23] Rillig M C, Allen M F. What is the role of arbuscular mycorrhizal fungi in plant-to-ecosystem responses to Elevated atmospheric CO2? Mycorrhiza, 1999, 9(1): 1- 8.