劉婷婷，趙文婷，劉鴻鋮，張閃閃，陳玥彤，王大為,

（1.吉林農(nóng)業(yè)大學(xué)食品科學(xué)與工程學(xué)院，吉林 長春 130118；2.農(nóng)業(yè)農(nóng)村部食用菌加工技術(shù)集成科研基地，吉林 長春 130118；3.吉林省糧食精深加工與高效利用工程研究中心，吉林 長春 130118；4.吉林省糧食精深加工與副產(chǎn)物高效利用技術(shù)創(chuàng)新重點實驗室，吉林 長春 130118）

奇亞籽是唇形科芡歐鼠尾草的種子，原產(chǎn)于墨西哥南部和危地馬拉北部[1]。奇亞籽由種皮、胚乳和胚組成，種皮遇水膨脹，表面附著一層透明黏液質(zhì)，這層黏液質(zhì)稱為奇亞籽皮多糖[2]。奇亞籽皮多糖是一種高分子質(zhì)量的陰離子雜多糖[3]，具有高持水性[4]、高黏度[5]以及增稠作用[6]。相關(guān)研究表明，奇亞籽皮多糖可以用作脂肪替代品以減少面包和蛋糕中的脂肪含量[7]。此外，Timilsena等[8]報道奇亞籽皮多糖還可以使油-水界面的表面張力顯著降低，其乳化特性和表面活性與阿拉伯膠、瓜爾膠等常見多糖相當(dāng)。

乳化劑廣泛應(yīng)用于食品加工中，具有提高產(chǎn)品均一穩(wěn)定性、流動性等重要作用。隨著人們生活水平的提高以及對健康的日益重視，安全無風(fēng)險天然植物多糖乳化劑的開發(fā)極具前景。Porfiri等[9]從脫脂大豆粉中獲得大豆多糖樣品，發(fā)現(xiàn)其作為O/W型乳化劑應(yīng)用潛力很大。Li Junjun等[10]提取了沙蒿多糖，證明其具有乳化性，利用木聚糖酶處理后，水解產(chǎn)物表現(xiàn)出更好的乳化穩(wěn)定性。Garti等[11]實驗表明低分子質(zhì)量的馬齒莧多糖，可形成直徑小于2 μm的水包油型乳化劑，有著較好的乳化穩(wěn)定性。目前，天然植物多糖乳化劑已成功應(yīng)用于飲料、冰淇淋和調(diào)味品等產(chǎn)品中。例如，阿拉伯膠是公認(rèn)的香精包埋材料，形成的香精乳液黏度低、氣味清淡，在制備工藝和貯藏過程中能夠阻止香精氧化[12]；添加可溶性大豆多糖作為清爽型酸乳飲料中的穩(wěn)定劑，可以乳化香精、協(xié)調(diào)口感[13]。奇亞籽皮多糖具備乳化劑的潛質(zhì)，是一種潛在的天然植物多糖乳化劑[14]。國內(nèi)外研究主要集中于奇亞籽皮多糖的分子構(gòu)型、構(gòu)象以及生物活性，關(guān)于其乳化性及乳化穩(wěn)定性的研究目前鮮見報道。

在本研究中，通過熱水浸提法提取奇亞籽皮多糖，研究不同質(zhì)量濃度（1、5、10、15、20 mg/mL）的奇亞籽皮多糖表觀黏度、持水力、持油力以及在O/W乳狀液中的乳化性和乳化穩(wěn)定性，通過激光粒度分析儀、多重光散射穩(wěn)定性分析儀、光學(xué)法微流變儀和流變儀考察不同質(zhì)量濃度的奇亞籽皮多糖對乳狀液的粒度分布、乳化穩(wěn)定性、表觀黏度及微流變特性的影響，基于Tubiscan軟件對數(shù)據(jù)進行處理分析，得到乳化穩(wěn)定性較強的奇亞籽皮多糖乳狀液，為尋找天然植物多糖乳化劑并將其應(yīng)用于食品行業(yè)中提供參考和理論依據(jù)。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

奇亞籽購自杭州綠之寶食品有限公司，經(jīng)碾壓粉碎后過60 目篩網(wǎng)得到奇亞籽皮；玉米油 市售；葡聚糖標(biāo)準(zhǔn)品 瑞典Pharmacia公司；溴化鉀、無水乙醇、三氯甲烷、正丁醇（均為分析純） 北京化工廠。

1.2 儀器與設(shè)備

Alpha1-4LDplus真空冷凍干燥機 德國Marin Christ公司；IR Prestige-2傅里葉紅外光譜儀 日本島津公司；UV210紫外-可見分光光度計 美國Unico公司；1515型高效液相色譜儀 美國Waters公司；Malvern Mastersizer 3000E激光粒度分析儀 英國馬爾文儀器有限公司；Turbiscan AGS多重光散射穩(wěn)定性分析儀、Rheolaser Master微流變儀 法國Formulaction儀器公司；DiscoveryHR-1流變儀 美國TA公司。

1.3 方法

1.3.1 奇亞籽皮多糖的提取

稱取適量的奇亞籽皮，按料液比1∶90（g/mL）加入蒸餾水浸泡過夜，然后置于水浴鍋中加熱至80 ℃浸提2 h，離心（3 800 r/min，20 min），收集上清液并在旋轉(zhuǎn)蒸發(fā)器上減壓濃縮，濃縮液除蛋白（Sevag試劑：三氯甲烷-正丁醇（4∶1，V/V），振蕩30 min），加入3 倍體積的95%乙醇沉淀，4 ℃冷藏過夜，而后3 800 r/min離心15 min，收集沉淀物，真空冷凍干燥一定時間，粉碎研磨即得奇亞籽皮多糖。

1.3.2 奇亞籽皮多糖的純度測定

通過紫外分光光度計在190～400 nm波長范圍內(nèi)掃描奇亞籽皮多糖，以蒸餾水代替多糖溶液作為對照。檢測奇亞籽皮多糖中是否存在核酸及蛋白質(zhì)。

1.3.3 奇亞籽皮多糖的紅外光譜掃描

稱取2 mg奇亞籽皮多糖與200 mg烘干至質(zhì)量恒定的KBr研磨均勻，壓片，利用紅外光譜儀在4 000～400 cm-1波數(shù)范圍內(nèi)進行掃描。

1.3.4 奇亞籽皮多糖的平均分子質(zhì)量

將2.0 mg/mL的奇亞籽皮多糖溶液經(jīng)0.45 μm濾膜過濾，然后注入高效凝膠滲透色譜（high performance gel permeation chromatography，HPGPC）儀。測試條件：1515型高效液相色譜儀；Ultrahydrogel 500、2000色譜柱；2414示差折光檢測器；流動相為0.1 mol/L NaNO3溶液；流速為0.5 mL/min；柱溫和檢測器溫度均為35 ℃，進樣量25 μL。

1.3.5 奇亞籽皮多糖的表觀黏度

按照楊嘉丹等[15]方法，配制不同質(zhì)量濃度（1、5、10、15、20 mg/mL）的多糖溶液，室溫下攪拌均勻，靜置12 h使其充分溶解。采用直徑為40 mm的不銹鋼錐板夾具，設(shè)置間隙1.0 mm，于25 ℃測量，吸取量固定為1.5 mL。在剪切速率范圍0.01～500 s-1內(nèi)，考察質(zhì)量濃度對奇亞籽皮多糖溶液表觀黏度的影響。

1.3.6 奇亞籽皮多糖的持水力

參照劉麗莎等[16]的方法。將奇亞籽皮多糖準(zhǔn)確稱取0.02、0.1、0.2、0.3、0.4 g置于離心管中，加入20 mL蒸餾水，4 000 r/min離心20 min，棄去上清液，稱質(zhì)量。奇亞籽皮多糖的持水力按式（1）計算：

式中：WHC為持水力/%；m0為樣品質(zhì)量/g；m1為離心管質(zhì)量/g；m2為吸水后樣品和離心管總質(zhì)量/g。

1.3.7 奇亞籽皮多糖的持油力

準(zhǔn)確稱取0.02、0.1、0.2、0.3、0.4 g奇亞籽皮多糖置于離心管中，加入玉米油20 mL，4 000 r/min離心20 min，棄去上層油液并用濾紙吸除殘渣中游離的油，稱質(zhì)量。奇亞籽皮多糖的持油力按式（2）計算：

式中：OHC為持油力/%；m0為樣品質(zhì)量/g；m1為殘渣質(zhì)量/g。

1.3.8 奇亞籽皮多糖乳狀液的制備

將奇亞籽皮多糖溶于蒸餾水中，配制不同質(zhì)量濃度（1、5、10、15、20 mg/mL）的多糖溶液，磁力攪拌器攪拌（300 r/min，20 min），然后緩慢加入體積分?jǐn)?shù)5%的玉米油，乳狀液總體積50 mL。在室溫條件下，于高速剪切乳化機26 000 r/min乳化2 min，乳狀液制備好后立即添加0.2 mg/mL的疊氮鈉溶液，在4 ℃條件下保存?zhèn)溆谩?/p>

1.3.9 乳狀液粒度的測定

參照Liu Hongcheng等[17]方法，采用Malvern Mastersizer 3000E激光粒度分析儀測定不同質(zhì)量濃度（1、5、10、15、20 mg/mL）奇亞籽皮多糖溶液的乳狀液液滴平均粒徑及其分布。測試條件：在室溫條件下，將少量乳狀液分散于流動的蒸餾水中（2 400 r/min），使遮光率達到9%左右。貯存14 d內(nèi)定期對乳狀液進行檢測。分散相（玉米油）和連續(xù)相（水）的折射率分別為1.473和1.330。乳狀液的平均粒徑用體積分?jǐn)?shù)平均直徑（D[4,3]）表示，按照式（3）計算：

式中：ni為粒徑大小為di的顆粒數(shù)量。

1.3.10 乳狀液穩(wěn)定性分析

參考Xu Duoxia等[18]方法，利用Turbiscan AGS多重光散射穩(wěn)定性分析儀，分析不同質(zhì)量濃度（1、5、10、15、20 mg/mL）奇亞籽皮多糖乳狀液的穩(wěn)定性。將乳狀液置于樣品池中，以掃描模式運行，測試溫度25 ℃，每隔40 μm采集透射光和背散射光數(shù)據(jù)，得到透射光強度變化（ΔT）和背散射光強度變化（ΔBS）相對于樣品高度（mm）的變化曲線，用穩(wěn)定性動力學(xué)指數(shù)（the stability index，TSI）表征乳狀液的乳化穩(wěn)定性。貯存14 d內(nèi)定期對乳狀液進行檢測，將ΔBS曲線與參比曲線（t=0 h）進行比較。

此外，對奇亞籽皮多糖乳狀液進行離心加速實驗。將乳狀液在80 ℃熱水浴中保持1 h后，以3 000 r/min離心10 min，按式（4）計算乳化指數(shù)（creaming index，CI）：

式中：V1為離心后乳清層的高度/mL；V0為乳狀液的總高度/mL。

1.3.11 乳狀液表觀黏度的測定

利用DHR-1流變儀測定，取1.5 mL乳狀液加在測試臺上，室溫下采用直徑為40 mm的不銹鋼錐板夾具，設(shè)置間隙1.0 mm，檢測不同質(zhì)量濃度（1、5、10、15、20 mg/mL）奇亞籽皮多糖乳狀液的表觀黏度并將其繪制為剪切速率（0.01～500 s-1）的函數(shù)。

1.3.12 乳狀液微流變特性的測定

使用Rheolaser Master光學(xué)法微流變儀分析不同質(zhì)量濃度（1、5、10、15、20 mg/mL）奇亞籽皮多糖乳狀液液滴的布朗運動，微流變是基于一種被稱為擴散光譜學(xué)的動態(tài)激光光散射技術(shù)[19]，可以通過專利運算法得出粒子均方根位移（mean square displacement，MSD）與去相關(guān)時間的關(guān)系。測試溫度25 ℃，測試時間1 h。

1.4 數(shù)據(jù)統(tǒng)計分析

實驗結(jié)果以 ±s表示，采用SPSS 20軟件對數(shù)據(jù)進行統(tǒng)計分析，利用Origin 8.0軟件繪圖。

2 結(jié)果與分析

2.1 奇亞籽皮多糖的純度

由圖1可以看出，紫外光譜顯示在260 nm和280 nm波長處均無明顯的吸收峰，因此可以判斷奇亞籽皮多糖均沒有核酸和蛋白質(zhì)殘留。

圖1 奇亞籽皮多糖的紫外光譜掃描Fig. 1 Ultraviolet absorption spectrum of chia seed peel polysaccharide

2.2 奇亞籽皮多糖的紅外光譜

圖2 奇亞籽皮多糖的傅里葉紅外光譜掃描Fig. 2 FTIR spectrum of chia seed peel polysaccharide

由圖2可知，奇亞籽皮多糖在3 290.6 cm-1附近具有寬而強的吸收峰，這是由多糖分子中O—H伸縮振動引起的，表明多糖分子中存在大量的羥基；2 926.0 cm-1附近出現(xiàn)窄而弱的吸收峰是C—H伸縮振動峰；1 608.6 cm-1的寬帶與吸收的水相關(guān)，表明奇亞籽皮多糖對水分子有很強的親和力；1 419.6 cm-1處為C—H變角振動的特征峰[20]；1 246.0 cm-1吸收峰的出現(xiàn)可能與酯基存在有關(guān)，表明多糖結(jié)構(gòu)中可能會出現(xiàn)CH3COOR；在1 200～950 cm-1之間的峰可能是由2 種C—O鍵的伸縮振動引起的，這兩種鍵其中一種是吡喃糖環(huán)上的醚鍵C—O—C鍵，另一種是與O—H相連的C—O鍵[21]；在887.3 cm-1附近存在吸收峰，表明奇亞籽皮多糖的結(jié)構(gòu)具有β-糖苷鍵。

2.3 奇亞籽皮多糖的平均分子質(zhì)量

圖3 奇亞籽皮多糖的凝膠色譜圖Fig. 3 HPGPC chromatogram of chia seed peel polysaccharide

由圖3可知，奇亞籽皮多糖HPGPC色譜峰分布較窄，對稱性強，呈現(xiàn)單一峰形，說明奇亞籽皮多糖是由均一組分構(gòu)成的。由表1可得，奇亞籽皮多糖的峰位分子質(zhì)量（mp）為485 378 u，通過軟件計算得其重均分子質(zhì)量（mw）為452 354 u，數(shù)均分子質(zhì)量（mn）為440 598 u，多分散指數(shù)（mw/mn）為1.027，指數(shù)接近于1，表明奇亞籽皮多糖的平均分子質(zhì)量分布集中，純度高。

表1 奇亞籽皮多糖的HPGPC測定結(jié)果Table 1 Results of HPGPC analysis of chia seed peel polysaccharide

2.4 奇亞籽皮多糖的表觀黏度

圖4 質(zhì)量濃度對奇亞籽皮多糖表觀黏度的影響Fig. 4 Apparent viscosity of chia seed peel polysaccharide at different concentrations

由圖4可知，在相同的剪切速率下，奇亞籽皮多糖溶液的表觀黏度隨多糖質(zhì)量濃度的增加而增大，這是由于多糖質(zhì)量濃度的增加，加強了多糖鏈之間的相互作用，部分多糖分子相互聯(lián)結(jié)，進而聚合程度增加，導(dǎo)致表觀黏度的升高[22]。此外，不同質(zhì)量濃度的表觀黏度變化率不同，質(zhì)量濃度10 mg/mL以下的溶液表觀黏度增加幅度較小，質(zhì)量濃度為10 mg/mL以上的溶液表觀黏度增加幅度較大。在相同的質(zhì)量濃度下，隨著剪切速率的增加，奇亞籽皮多糖溶液的表觀黏度逐漸減小，表現(xiàn)為非牛頓流體特性，即表觀黏度隨著剪切速率的增加而減小的剪切稀釋流動特征[23]。

2.5 奇亞籽皮多糖的持水力、持油力

圖5 質(zhì)量濃度對奇亞籽皮多糖持水力、持油力的影響Fig. 5 WHC and OHC of chia seed peel polysaccharide at different concentrations

從圖5可見，隨著奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度的升高，其持水力和持油力持續(xù)增大，分別從16.79%和4.89%增加到了25.39%和9.75%。奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度由1 mg/mL上升至10 mg/mL時，多糖的持水力從16.79%顯著提升至22.17%，持油力從4.89%顯著上升至8.17%；當(dāng)奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度繼續(xù)增加到15 mg/mL時，多糖的持水力和持油力并未顯著提高，這與Timilsena等[8]報道結(jié)果相似。

2.6 乳狀液粒度大小及分布結(jié)果

圖6 質(zhì)量濃度對奇亞籽皮多糖乳狀液的體積粒度分布的影響Fig. 6 Volume size distribution of emulsions containing chia seed peel polysaccharide at different concentrations

從圖6a看出，乳狀液在制備后第1天進行測量，乳狀液液滴平均粒度分布曲線均呈單峰分布。隨著奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度的增加，乳狀液液滴平均粒度分布曲線的峰值明顯向較小粒度方向移動，且粒度分布范圍更窄，峰值更高。這與不同淀粉添加量的乳狀液液滴平均粒度分布的結(jié)果一致[24]，在較高多糖質(zhì)量濃度下獲得較小的液滴尺寸，這是因為更多的多糖分子可用于穩(wěn)定更大的整體界面面積。由圖6b看出，乳狀液貯存第7天，乳狀液液滴平均粒度分布曲線呈正態(tài)分布，粒度分布范圍仍集中，但是偏向較大粒度方向移動。從圖6c觀察到，貯存第14天，奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度為1、5、10 mg/mL時，乳狀液液滴平均粒度分布曲線從單峰分布轉(zhuǎn)變?yōu)殡p峰分布，乳狀液可能出現(xiàn)油水分離，液滴粒度逐漸增大。奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度為15、20 mg/mL時，乳狀液液滴粒度無顯著差異。

表2顯示出隨著奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度的增加，多糖乳狀液的D[4,3]顯著降低，質(zhì)量濃度為1 mg/mL的奇亞籽皮多糖乳狀液顯示出最大的液滴尺寸。主要是因為奇亞籽皮多糖在較低質(zhì)量濃度時，多糖分子在乳化過程中的油-水界面分布不均勻而可能發(fā)生聚結(jié)現(xiàn)象，導(dǎo)致出現(xiàn)大液滴[25]。當(dāng)奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度增加到20 mg/mL時，乳狀液變稠，液滴的碰撞減少，阻礙發(fā)生聚結(jié)現(xiàn)象，乳狀液發(fā)生空間穩(wěn)定化，從而產(chǎn)生更小的液滴尺寸[26]。相關(guān)研究表明，當(dāng)乳狀液液滴平均粒度尺寸較小時，液滴間不易發(fā)生聚結(jié)，乳化穩(wěn)定性較好[27-28]。

表2 不同質(zhì)量濃度的奇亞籽皮多糖乳狀液的D[4,3]Table 2 D[4,3] of emulsions containing different concentrations of chia seed peel polysaccharide

2.7 乳狀液穩(wěn)定性分析

圖7顯示出了不同質(zhì)量濃度的奇亞籽皮多糖乳狀液在制備后的第0、1、7、14天內(nèi)ΔBS相對于樣品高度的變化曲線。由圖7a可以看出，質(zhì)量濃度1 mg/mL的奇亞籽皮多糖乳狀液，在樣品池底部（0～15 mm）的ΔBS隨著時間的延長而逐漸減小，而頂部（30～45 mm）的ΔBS隨著時間的延長而增大；當(dāng)貯存時間延長至第7天時，乳狀液底部和中部（15～30 mm）的ΔBS顯著降低，頂部的ΔBS隨著時間的延長而增大，這說明乳狀液底部出現(xiàn)澄清現(xiàn)象，頂部出現(xiàn)上浮現(xiàn)象[29]。由圖7b可以看出，奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度為5 mg/mL時，乳狀液的穩(wěn)定性有所改善，樣品池中部的ΔBS曲線未出現(xiàn)明顯下降。由圖7c～e可以看出，隨著奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度的不斷增大，樣品池底部和頂部的ΔBS變化幅度減小，逐漸趨于穩(wěn)定。對于質(zhì)量濃度為20 mg/mL的奇亞籽皮多糖乳狀液，ΔBS曲線發(fā)生重疊現(xiàn)象，無明顯的ΔBS增強區(qū)域，說明隨著貯存時間的延長乳狀液液滴大小沒有顯著變化。

圖8 不同質(zhì)量濃度的奇亞籽皮多糖乳狀液的TSI值隨時間的變化Fig. 8 Changes in TSI value of emulsions containing different concentrations of chia seed peel polysaccharide

圖7 奇亞籽皮多糖乳狀液在貯存期間ΔBS曲線的變化Fig. 7 Changes in ΔBS curve during storage of emulsions containing different concentrations of chia seed peel polysaccharide

由圖8可知，乳狀液的穩(wěn)定性與奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度有決定性關(guān)系。當(dāng)奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度為1 mg/mL時，乳狀液狀態(tài)極其不穩(wěn)定，并且由于乳化和絮凝的作用，乳狀液液滴不能被完全覆蓋，TSI值表現(xiàn)出顯著增加，穩(wěn)定性降低；當(dāng)奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度為5 mg/mL時，TSI值升高的趨勢較緩慢，穩(wěn)定性增強；當(dāng)奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度高于10 mg/mL時，乳狀液液滴間相互作用較弱，不會發(fā)生聚集沉淀的現(xiàn)象，TSI值幾乎不變，處于低水平，表明乳狀液的穩(wěn)定性隨奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度的增加而增大，在相同的測量時間下，奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度越高，乳狀液的TSI值越低，乳狀液體系越穩(wěn)定。乳狀液的不穩(wěn)定性表現(xiàn)為乳狀液分層，上層為乳析層，下層為乳清層。由表3可知，1 mg/mL的奇亞籽皮多糖顯示出最高的CI值（92.42±0.25）%，CI值越高，乳狀液液滴移動得越快，形成的絮狀物越大，因此液滴發(fā)生更多的聚合現(xiàn)象；當(dāng)多糖質(zhì)量濃度大于10 mg/mL，CI值大幅降低，說明隨著多糖質(zhì)量濃度的升高，乳狀液穩(wěn)定性增強。乳狀液在較高的多糖質(zhì)量濃度下比較穩(wěn)定的原因可能是奇亞籽皮多糖溶液中動態(tài)纏結(jié)網(wǎng)絡(luò)結(jié)構(gòu)的增加使其不會發(fā)生聚集[30]。

表3 不同質(zhì)量濃度的奇亞籽皮多糖乳狀液的CI值Table 3 CI value of emulsions containing different concentrations of chia seed peel polysaccharide

2.8 乳狀液的表觀黏度分析

圖9 質(zhì)量濃度對奇亞籽皮多糖乳狀液表觀黏度的影響Fig. 9 Apparent viscosity of emulsions containing different concentrations of chia seed peel polysaccharide

由圖9可知，不同質(zhì)量濃度的奇亞籽皮多糖乳狀液的表觀均黏度隨著剪切速率的增加而降低，表現(xiàn)出典型的剪切稀化流動行為。在食品乳液中，剪切誘導(dǎo)的結(jié)構(gòu)破壞會導(dǎo)致剪切稀化行為[31]。提高剪切速率會破壞沿流動方向的分子聚集和排列，導(dǎo)致乳狀液液滴重排，表觀黏度下降。乳狀液在較高的奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度下具有較大的表觀黏度。大量研究表明，乳狀液穩(wěn)定性與流變特性密切相關(guān)[32]。乳狀液表觀黏度的增加可以減少乳狀液液滴間的碰撞次數(shù)，表明奇亞籽皮多糖有助于增加連續(xù)相的黏度。

2.9 乳狀液的微流變特性分析

據(jù)報道，光學(xué)法微流變學(xué)技術(shù)監(jiān)測乳狀液液滴布朗運動，與剪切流變學(xué)技術(shù)相比，不會引起乳狀液結(jié)構(gòu)的破壞，進而不會導(dǎo)致乳狀液液滴以絮凝[33]。用MSD與去相關(guān)時間的關(guān)系曲線表征乳狀液的布朗運動。如圖10所示，隨著奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度的增加，乳狀液MSD值明顯下降，表明乳狀液液滴的布朗運動受到限制。當(dāng)多糖質(zhì)量濃度大于15 mg/mL時，乳狀液的MSD曲線接近，說明超過一定多糖質(zhì)量濃度后，乳狀液結(jié)構(gòu)相對穩(wěn)定[34]。20 mg/mL的奇亞籽皮多糖乳狀液的MSD值最小，表明此質(zhì)量濃度下乳狀液液滴間的作用力最強，平臺區(qū)與去相關(guān)時間軸所形成的面積最小，該乳狀液的黏彈性最高[35]。

圖10 不同質(zhì)量濃度奇亞籽皮多糖乳狀液的MSD值Fig. 10 MSD values of emulsions containing different concentrations of chia seed peel polysaccharide

固液平衡（solid-liquid balance，SLB）值代表樣品固體性質(zhì)和液體性質(zhì)的比率。0＜SLB＜0.5，表明該體系中固體行為（凝膠行為）占主導(dǎo)作用；SLB=0.5，表明體系中液體行為和固體行為是同等的；SLB＞0.5，表明體系中液體行為占據(jù)著主導(dǎo)地位[36]。由圖11a可知，在25 ℃下，隨著奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度的增加，SLB值降低，但SLB值在0.5～1.1之間，因此該乳狀液體系中的液體行為占據(jù)主導(dǎo)地位。乳化體系彈性因子（elasticity index，EI）是用來描述樣品彈性特征的參數(shù)，可以給出樣品彈性隨時間的變化過程[37]。圖11b表示不同質(zhì)量濃度的奇亞籽皮多糖乳狀液EI值隨時間的變化曲線。隨著奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度的增加，乳狀液的EI值越來越大，表明體系的彈性隨多糖質(zhì)量濃度的增加逐漸升高。宏觀黏度因子（macroscopic viscosity index，MVI）與產(chǎn)品真實宏觀黏度相對應(yīng)，MVI值越低，在同樣的去相關(guān)時間時，分散粒子移動的距離越小。MVI實際為乳液在零剪切速率下的黏度，是表征體系結(jié)構(gòu)承受低剪切效應(yīng)的能力，數(shù)值越大，說明體系的結(jié)構(gòu)越強[38]。由圖11c可知，隨著奇亞籽皮多糖質(zhì)量濃度的增加，乳狀液的MVI值越來越大。

圖11 不同質(zhì)量濃度奇亞籽皮多糖乳狀液的微流變曲線Fig. 11 Microrheological curves of emulsions containing different concentrations of chia seed peel polysaccharide

3 結(jié) 論

本研究采用熱水浸提奇亞籽皮多糖，探究奇亞籽皮多糖的表觀黏度、持水力及持油力，并對不同質(zhì)量濃度的奇亞籽皮多糖乳狀液的粒度分布、穩(wěn)定性、表觀黏度及微流變特性進行分析。結(jié)果表明，奇亞籽皮多糖溶液的表觀黏度隨著剪切速率的增加而增大，呈現(xiàn)剪切稀化的非牛頓流體行為；奇亞籽皮多糖的持水力和持油力分別為16.79%～25.39%、4.89%～9.75%。乳狀液在貯存期間，較高質(zhì)量濃度的奇亞籽皮多糖對乳狀液的穩(wěn)定性顯著增強，ΔBS和CI值趨近于0，TSI曲線趨于平穩(wěn)，MSD曲線表明，多糖質(zhì)量濃度的升高使乳狀液液滴間具有強作用力，形成穩(wěn)定結(jié)構(gòu)。奇亞籽皮多糖的存在減緩了乳狀液液滴的擴散運動，進而改善了乳狀液的乳化穩(wěn)定性。本實驗結(jié)果為奇亞籽皮多糖作為天然植物多糖乳化劑的開發(fā)和利用提供理論支持。