江轉(zhuǎn)轉(zhuǎn) 龔 莉 宋亞玲

（安慶師范大學生命科學學院皖西南生物多樣性研究與生態(tài)保護安徽省重點實驗室，安慶 246133）

葉綠體是植物所擁有的一種特殊類型的質(zhì)體，也是發(fā)生光合作用的重要場所。目前的研究普遍認為葉綠體是通過內(nèi)共生機制從現(xiàn)代藍藻的近緣物種中衍生出來的細胞器［1］，但葉綠體并非一直從頭合成。部分葉綠體通過分裂過程從已經(jīng)存在的質(zhì)體中繁殖出來，從而使它們在分裂后能夠由子細胞繼續(xù)繼承［2］。葉綠體通常以二元裂變繁殖，但在一些物種和組織中也觀察到多重裂變。有些原始藻類每個細胞只有一個或幾個葉綠體，并且葉綠體隨細胞周期同步分裂［3］。然而，在高等植物中，一個細胞通常包含大量的質(zhì)體，而且同一個細胞中質(zhì)體分裂是不同步的。此外，質(zhì)體可在細胞擴張但不分裂的發(fā)育組織中繼續(xù)分裂［4］。許多早期的研究表明，每個細胞的質(zhì)體數(shù)量隨細胞類型、發(fā)育階段和環(huán)境條件的不同而有很大的差異。然而，在進化過程中，大多數(shù)來自細菌祖先的基因要么丟失，要么轉(zhuǎn)移到宿主的核基因組中，導致葉綠體的基因組缺乏足夠的基因信息來介導自身的生物發(fā)生以及分裂。因此，與原始祖先藍藻不同，植物葉綠體的分裂是細胞核的核基因組執(zhí)行和控制的［5］。近年來，結(jié)構(gòu)和分子遺傳學研究推動著質(zhì)體分裂機制和分裂裝置的解析，參與質(zhì)體分裂的一些蛋白分子逐步被鑒定出來。目前已知，質(zhì)體分裂是由一種稱為質(zhì)體分裂機制的超級環(huán)狀分子進行，它主要包含3 種特異的環(huán)狀結(jié)構(gòu)：質(zhì)體分裂環(huán)，構(gòu)成分裂機制的主要框架，包括相應細胞器的外包膜胞質(zhì)一側(cè)的環(huán)形納米絲束；FtsZ（Filamenting temperature-sensitive Z）環(huán)，一個由細菌裂變蛋白FtsZ 的同源物構(gòu)成的單環(huán)，位于分裂位點的內(nèi)包膜之下；動力蛋白環(huán)是由動力蛋白超家族成員在細胞器分裂部位的外膜胞質(zhì)一側(cè)形成的不連續(xù)環(huán)狀結(jié)構(gòu)［5-11］。這3類環(huán)狀結(jié)構(gòu)周圍存在大 量 的 分 裂 調(diào) 控 蛋 白，其 中PARC6（Paralog of ARC6）蛋白已充分被證明是一種參與葉綠體分裂的調(diào)控蛋白。PARC6 蛋白插入葉綠體內(nèi)膜，作為葉綠體分裂機器的一個組分。在PARC6蛋白缺失的突變株中，葉肉細胞葉綠體表現(xiàn)為不對稱分裂或多重分裂［12-15］。

在幼苗發(fā)育過程中，子葉最初作為一個儲能器官，在缺乏光照的情況下為幼苗提供營養(yǎng)。一旦幼苗從土壤中冒出來并暴露在陽光下，就會迅速形成葉綠體［16］。遺傳和生化試驗表明，對于諸如擬南芥（Arabidopsis thaliana）雙子葉植物而言，子葉葉綠體的發(fā)育與真葉葉綠體的發(fā)育存在不同的調(diào)控路徑。一方面，子葉中的前質(zhì)體存在于所有細胞中，在光感受器網(wǎng)絡調(diào)節(jié)下，子葉中的前質(zhì)體受光照后立即通過光形態(tài)建成途徑發(fā)育為葉綠體。與子葉相比，真葉的葉綠體發(fā)育主要發(fā)生在莖尖分生組織和葉片的原基，隨后的增殖是經(jīng)由葉綠體的分裂而并非重新從頭組裝［2，17-18］。另一方面，目前已發(fā)現(xiàn)大量子葉葉色白化或褪綠而真葉葉色正常的突變株［19-21］，或者真葉葉色白化或褪綠而子葉葉色正常的突變株［22-23］，這說明子葉葉綠體與真葉葉綠體存在不同的發(fā)育途徑。

雖然雙子葉植物的子葉和真葉葉綠體存在不同的發(fā)育途徑，但是兩者葉綠體均以二分裂的方式進行增殖。本課題組在前期的研究中鑒定到一種新的擬南芥多基因突變株sl2（seeding lethal 2），該突變株表現(xiàn)為子葉白化，真葉葉綠體分裂異常，植株矮小且生長受限［24］。進一步研究發(fā)現(xiàn)sl2突變株為PARC6基因及SCO2基因雙重突變株。已有的研究認為子葉白化會影響植株的生長，而異常的葉綠體分裂對子葉和真葉生長的影響目前還并不清楚。本研究以擬南芥葉綠體異常分裂突變株parc6為試驗對象，子葉白化突變株sco2（snowy cotyledon 2）及真葉異常分裂同時子葉白化突變株sl2為對照，探究葉綠體分裂對于擬南芥子葉和真葉生長的影響。

1 材料與方法

1.1 試驗材料

以哥倫比亞0 型（Columbia-0）生態(tài)型擬南芥為野生型對照，擬南芥T-DNA 插入突變體parc6（SALK_100009）及單堿基突變體sco2（CS68145）購自擬南芥生物資源中心，多重突變株sl2為自發(fā)突變［24］。擬南芥種子用體積分數(shù)75%乙醇進行表面消毒，點播于添加10 g·L-1蔗糖和8 g·L-1瓊脂的?MS培養(yǎng)基上。在黑暗中4 ℃低溫春化2 d后，置于溫度為23 ℃、光照強度為90 μmol·m-2·s-1環(huán)境下生長。

1.2 DNA的提取、PCR擴增及測序

采用CTAB 法抽提植物基因組DNA，使用Primer3（https：//bioinfo.ut.ee/primer3-0.4.0/）網(wǎng)站設計基因特異性擴增引物，具體序列參見表1。特異性PCR 擴增程序：95 ℃預變性3 min；95 ℃變性30 S；58 ℃退火1 min；72 ℃延伸1 min；共循環(huán)32次，最后72 ℃延伸5 min。PCR產(chǎn)物電泳后切膠回收，回收后的條帶送基因測序公司（Tsingke，北京）進行測序，對測序后的序列進行比對分析。

表1 研究中所用引物序列Table 1 Primer sequences involved in this study

1.3 RNA的抽提及QPCR分析

根據(jù)試劑說明書，使用TRIZOL（TransGen，北京）從植物葉片中提取總RNA，用EasyScript 逆轉(zhuǎn)錄酶（TransGen，北京）從1 g 總RNA 中合成第一鏈cDNA，并作為模板進行后續(xù)PCR 擴增。QPCR 采用ABI 7300 plus real-time PCR 系統(tǒng)和SYBR Green Mix（TaKaRa，日本）對每個樣品進行3 次重復試驗，反應體系為20 μL，其中包括10 μL SYBR Green Mix，正向引物與反向引物各1 μL，DNA模板2 μL，并采用相對定量法（ΔΔCT）評價重復間的定量變異。特異性QPCR 擴增程序為：95 ℃預變性30 s；95 ℃變性5 s；60 ℃退火30 s；共循環(huán)40 次。最后，進行融解曲線擴增（60～95 ℃）。所使用的PCR特異性引物參見表1，ACTIN2作為內(nèi)參基因。

1.4 共聚焦顯微鏡及葉綠素熒光觀察

使用激光共聚焦顯微鏡（Leica SP8，德國）在激發(fā)光為488 nm處觀察生長14 d的擬南芥幼苗子葉和真葉的葉綠體形態(tài)；使用Fluor Cam800-C（Photon System Instruments，捷克）型葉綠素熒光儀測定在黑暗中適應30 min 的擬南芥幼苗的光系統(tǒng)II光合熒光參數(shù)。

1.5 葉綠素含量測定

稱取2 g 新鮮植物葉片，浸泡于2 mL 80%丙酮溶液中，置于37 ℃環(huán)境中過夜，待葉片變?yōu)橥该鳠o色后，常溫下12 000 r·min-1離心5 min。取1 mL離心后上清液于石英比色皿中，使用Nanodrop 2 000（Thermo，美國）分光光度計測量上清液在663 nm 及645 nm 處的吸收峰，根據(jù)測量數(shù)值計算樣品葉綠素含量。每個樣品測量3 次，并進行3 次生物學重復。

1.6 不同質(zhì)量濃度蔗糖梯度設置

向含有8 g·L-1瓊脂的?MS 培養(yǎng)基中分別添加0、10、20、40 g·L-1的蔗糖以設置不同的蔗糖梯度。

1.7 葉綠體蛋白的提取，藍色溫和凝膠電泳及二向聚丙烯酰胺凝膠電泳分析

稱取20 g 新鮮植物葉片于破碎機中，倒入50 mL 緩沖液1（50 mmol·L-14-羥乙基哌嗪乙磺酸，0.33 mol·L-1山梨醇，10 mmol·L-1乙二胺四乙酸，0.5 g 牛血清白蛋白），破碎植物組織。將破碎后的混合液用2 μm 濾膜（Millipore，美國）進行過濾，棄濾后植物殘渣，上清液置于4 ℃條件下7 500 r·min-1離 心10 min，棄 去 上 清 液。使 用50 mL 緩沖液2（50 mmol·L-14-羥乙基哌嗪乙磺酸，0.33 mol·L-1山梨醇）將離心后沉淀進行重懸，4 ℃條件下7 500 r·min-1離心10 min，棄去上清液。使用50 mL緩沖液3（10 mmol·L-14-羥乙基哌嗪乙磺酸）將離心后沉淀進行重懸，4 ℃條件下7 500 r·min-1離心10 min，棄去上清液。使用適量的緩沖液2將沉淀重懸至均勻狀態(tài)，轉(zhuǎn)移至離心管中保存?zhèn)溆?。按照文獻［25］中指示的方法將提取得到的葉綠體蛋白進行藍色溫和凝膠電泳（BN-PAGE）及二向聚丙烯酰胺凝膠電泳分析（2D×SDS-PAGE）。

1.8 進化樹的構(gòu)建

以AtPARC6 和AtSCO2 蛋白的氨基酸序列作為目標，利用BLAST 在國家生物技術(shù)信息中心（NCBI）數(shù)據(jù)庫中搜索各物種中的同源蛋白序列。以各物種中的同源蛋白全序列在MEGA11［26］軟件中采用最大似然法生成系統(tǒng)發(fā)育樹。生成的系統(tǒng)進化樹采用Adobe Illustrator軟件進行美化修飾。

1.9 統(tǒng)計分析

使用GraphPad Prism 9（GraphPad Software，美國）進行t檢驗分析野生型植株與突變型植株各參數(shù)間的顯著性差異。使用Adobe Illustrator 軟件對生成的圖表進行格式調(diào)整。

2 結(jié)果與分析

2.1 sco2與parc6突變株基因型鑒定

為了確認sco2與parc6突變株基因型的純合，對其進行了基因組普通PCR 及QPCR 的鑒定。SCO2基因包含3 個外顯子、2 個內(nèi)含子及5′非翻譯區(qū)和3′非翻譯區(qū)。sco2突變株在第1 個外顯子的124 位堿基處存在1 個C 堿基突變?yōu)門 堿基，使原本編碼的精氨酸突變?yōu)榻K止密碼子，導致蛋白編碼序列提前終止（圖1A～B），同時QPCR 結(jié)果顯示SCO2基因的表達量顯著降低（圖1C）。以上結(jié)果表明，在sco2突變株中，SCO2基因被完全敲除，并且與同時期野生型對照相比，sco2 突變株表現(xiàn)為子葉白化，生長受阻（圖1B）。PARC6基因包含12個外顯子，11個內(nèi)含子及5′非翻譯區(qū)和3′非翻譯區(qū)（圖1E）。parc6突變株在第2 個外顯子處存在1 個T-DNA 插入，利用T-DNA 特異性引物從分離的植株中鑒定出純合的parc6突變株（圖1G），純合的parc6突變株中PARC6基因的表達量顯著降低（圖1H）。在表現(xiàn)型方面，parc6突變株與同時期野生型對照相比，葉色上無顯著性差異（圖1F）。

圖1 sco2、parc6突變株基因分型及表達量A.SCO2 基因結(jié)構(gòu)模型及DNA 序列突變位點（白色方框代非翻譯區(qū)，綠色方框代表外顯子，線條代表內(nèi)含子）；B.生長8 d 的野生型與sco2突變株的表型；C.野生型和sco2突變株基因組的基因分型及PCR 分析，引物位置在圖A 中指示；D.SCO2基因在野生型、sco2突變株中的表達量；E.parc6中T-DNA插入位置及基因結(jié)構(gòu)示意圖（白色方框代非翻譯區(qū)，綠色方框代表外顯子，線條代表內(nèi)含子）；F.生長24 d的野生型與parc6突變株的表型；G.野生型和parc6突變株基因組的基因分型及PCR分析，引物位置在圖D中顯示；H.PARC6基因在野生型、parc6突變株中的表達量Fig.1 Identification of sco2 and parc6 mutants and expression levels A.Model of gene structures and DNA mutation sites of sco2.Exon（sgreen），introns（black line），and untranslated region（swhite）were indicated；B.henotypes of wild type and sco2 mutant after 8 d；C.Genotyping and PCR analysis of genomic DNA isolated from WT and sco2 mutants，primer positions were indicated in figure A；D.Expression of SCO2 gene in WT and sco2 mutants；E.Model of gene structures and positions of T-DNA in the parc6 mutants.Exon（sgreen），intron（sblack line），and untranslated region（swhite）were indicated；F.Phenotypes of wild type and parc6 mutant after 24 d；G.Genotyping and PCR analysis of genomic DNA isolated from WT and parc6 mutants，primer positions were indicated in figure D；H.Expression of PARC6 gene in WT and parc6 mutants

2.2 parc6突變株真葉與子葉葉綠體形態(tài)鑒定

為了進一步確認sco2與parc6突變株真葉與子葉的葉綠體形態(tài)，利用激光共聚焦顯微鏡觀察葉綠體的自發(fā)熒光以顯示葉綠體的形態(tài)特征。結(jié)果顯示，sco2與sl2突變株子葉葉綠體異常發(fā)育，無法觀察其葉綠體形態(tài)。與野生型對照相比，sco2突變株真葉葉綠體呈現(xiàn)為正常的橢圓形，sl2突變株真葉葉綠體呈現(xiàn)為巨大的啞鈴型，而parc6突變株子葉及真葉的葉綠體都呈現(xiàn)為巨大的啞鈴型（圖2）。以上結(jié)果說明，PARC6基因不僅參與調(diào)控真葉的葉綠體分裂，也影響子葉的葉綠體分裂。

圖2 激光共聚焦顯微鏡對不同株系的真葉、子葉葉肉細胞葉綠體形態(tài)可視化A.WT子葉；B.WT真葉；C.sco2真葉；D.parc6子葉；E.parc6真葉；F.sl2真葉Fig.2 Visualization of chloroplast morphology of mesophyll cells of leaf and cotyledon in different lines by confocal laser microscopy A.WT cotyledon；B.WT true leaf；C. sco2 true leaf；D.parc6，cotyledon；E.parc6，true leaf；F.sl2，true leaf

2.3 parc6突變株同時影響子葉與真葉的生長

為了確認異常葉綠體分裂是否會同時影響子葉和真葉的發(fā)育，利用子葉白化突變株sco2，子葉白化和葉綠體分裂異常雙重突變株sl2作為對照，以探究異常葉綠體分裂對子葉和真葉生長的影響程度。結(jié)果顯示，生長5 d的parc6突變株子葉的大小顯著小于其野生型對照，但其子葉生長優(yōu)于sco2及sl2突變株（圖3），同時parc6突變株子葉的鮮質(zhì)量、葉綠素含量均顯著低于野生型，但高于sco2及sl2突變株（圖4A～B）。parc6突變株子葉初始葉綠素熒光及最大葉綠素熒光均低于野生型對照，但與sco2及sl2突變株相當；同時其光系統(tǒng)Ⅱ原初光能轉(zhuǎn)化效率（Fv/Fm）也顯著低于野生型對照，但高于sl2突變株且與sco2突變株相當，說明parc6突變株子葉光系統(tǒng)Ⅱ的光化學的量子產(chǎn)額顯著低于野生型。parc6突變株子葉的非光化學淬滅值（NPQ）則顯著高于野生型對照（圖4C～D）。以上的結(jié)果說明，異常葉綠體分裂會影響子葉的生長發(fā)育及其光系統(tǒng)Ⅱ光化學效率，同時其影響程度低于子葉白化突變株。為了明確異常葉綠體分裂對真葉生長的影響，同時排除前期子葉生長的積累效應，將生長10 d的野生型與突變株幼苗的子葉剔除，再選取生長一致的野生型與突變株移至一新的培養(yǎng)基上進行培養(yǎng)。結(jié)果顯示，parc6突變株真葉的生長也受到顯著的影響，其鮮質(zhì)量、葉綠體含量均顯著低于野生型對照，但是其葉綠體熒光參數(shù)與野生型對照差異較?。▓D3）。

圖3 葉綠體分裂異常阻礙子葉與真葉生長A.生長5 d的不同株系子葉表型；B.剔除子葉后生長7 d的不同株系真葉表型Fig.3 Abnormal chloroplast division hindered growth of cotyledon and leaf A.Cotyledon phenotypes of different lines grew after 5 d；B.Leaf phenotype of different lines grew after 7 d and cotyledon removed

圖4 子葉與真葉鮮質(zhì)量、葉綠素質(zhì)量分數(shù)及光合熒光參數(shù)A.植物的鮮質(zhì)量；B.葉綠素含量；C～D.葉綠素熒光參數(shù)；*P＜0.05，**P＜0.01；下同F(xiàn)ig.4 Fresh weight，chlorophyll content and photosyn-thetic fluorescence parameters of cotyledon and true leaf A-B.The fresh weight and chlorophyll content；C-D.Chlorophyll fluorescence parameters ；*P＜0.05，**P＜0.0；The same as below

2.4 營養(yǎng)不足導致parc6突變株真葉與子葉生長缺陷

parc6突變株的生長受阻表型可能是由于光系統(tǒng)結(jié)構(gòu)異常而引起的初級缺陷也可能由于正常營養(yǎng)所需能量不足引起的次生效應。為了區(qū)分PARC6缺乏引起的初級缺陷和光合作用產(chǎn)物缺乏引起的次生缺陷，本研究向野生型和突變型植物提供不同濃度的蔗糖作為碳源，以支持其正常生長和發(fā)育。試驗結(jié)果顯示，在不添加任何碳源的培養(yǎng)基上，parc6突變株表現(xiàn)為生長受阻，且光系統(tǒng)Ⅱ原初光能轉(zhuǎn)化效率顯著低于野生型，而非光化學淬滅指數(shù)則顯著高于野生型（圖5）。同時，在不添加任何碳源的培養(yǎng)上，parc6突變株的鮮質(zhì)量及葉綠素含量也顯著低于野生型對照（圖6）。然而，隨著培養(yǎng)基中蔗糖含量的增加，parc6突變株的光系統(tǒng)Ⅱ的光化學效率增加，且鮮質(zhì)量和葉綠素含量也顯著增加，但與同時期野生型對照仍存在顯著差異，同時其葉綠素熒光參數(shù)也有所恢復（圖5～6）。而生長在含有不同濃度蔗糖上的sco2及sl2突變株隨著蔗糖濃度的增加，其鮮質(zhì)量及葉綠素含量也顯著增加，但其葉綠體熒光參數(shù)變化不顯著（圖5～6）。以上結(jié)果表明，parc6突變株生長受阻表型可以通過施加碳源得到一定程度的恢復，說明是PARC6 影響子葉與真葉的生長是由于正常所需能量不足而引起的次生效應，而并非其光系統(tǒng)結(jié)構(gòu)異常。

圖5 不同質(zhì)量濃度蔗糖處理后不同株系的表型A.不同株系在正常光照條件下（80 μmol·m2·s-1），含不同質(zhì)量濃度蔗糖的?MS培養(yǎng)基上生長6 d；B.不同質(zhì)量濃度蔗糖培養(yǎng)的不同株系的葉綠素熒光參數(shù)Fig.5 Effect of different concentrations of sucrose treatment on different lines A.Different lines grew on ?MS medium with different concentrations sucrose after 6 d under normal-light conditions（80 μmol·m2·s-1）；B.Chlorophyll fluorescence parameters of different lines grew on different concentrations of sucrose

圖6 不同質(zhì)量濃度蔗糖處理后不同株系的鮮質(zhì)量及葉綠素含量A.不同株系的鮮質(zhì)量；B.不同質(zhì)量濃度蔗糖培養(yǎng)的不同株系的葉綠素含量Fig.6 Fresh weight and chlorophyll content of different lines treated with different concentration of sucrose A.All mutants differed significantly from the wild type；B.Chlorophyll content of different lines grew on different concentrations of sucrose

2.5 parc6突變株子葉與真葉光系統(tǒng)組裝正常

為了進一步確認parc6突變株子葉與真葉的光系統(tǒng)結(jié)構(gòu)是否正常，對parc6突變株真葉與子葉進行藍色溫和凝膠電泳及二向聚丙烯酰胺凝膠電泳分析。結(jié)果顯示，與同時期的野生型對照相比，parc6突變株子葉與真葉葉綠體光系統(tǒng)復合物的組裝正常，光合系統(tǒng)超級復合體也無顯著性差異（圖7A）。進一步的二向聚丙烯酰胺凝膠電泳也顯示，parc6突變株子葉與真葉光系統(tǒng)核心蛋白具在（圖7B）。

圖7 葉綠體類囊體蛋白復合體分析A.生長7 d的野生型及parc6突變株子葉、生長14 d的野生型及parc6突變株真葉葉綠體類囊體蛋白藍色溫和凝膠電泳分析（PSⅡ-SC.光系統(tǒng)Ⅱ超級復合物；PSⅠ-M.光系統(tǒng)Ⅰ單體；PSⅡ-D.光系統(tǒng)Ⅱ二聚體；LHCⅡ.光系統(tǒng)Ⅱ捕光復合物；LHCⅡ-T.光系統(tǒng)Ⅱ捕光復合物三聚體；LHCⅡ monomer.光系統(tǒng)Ⅱ捕光復合物三聚體單體）；B.12.5%二向聚丙烯酰胺凝膠電泳，紅色虛線框中指示為光系統(tǒng)Ⅱ超級復合體蛋白Fig.7 Analysis of chloroplast thylakoid protein complex A.The thylakoids proteins extracted from 7 d cotyledon of wild type and parc6 mutant and 14 d leaf wild type and parc6 mutant for blue native gel electrophoresis（PSⅡ-SC.PSⅡ super complex；PSⅠ-M.PSⅠ monomer；PSⅡ-D.PSⅡ dimer；LHCⅡ.PSⅡ light-harvesting complex；LHCⅡ-T.PSⅡ light-harvesting complex trimer；LHCⅡ monomer，PSⅡ light-harvesting complex monomer）；B.12.5% 2D SDS-PAGE，the red dashed box indicated the photosystem Ⅱ super complex protein

2.6 SCO2與PARC6基因存在共同進化關系

SCO2基因參與擬南芥子葉葉綠體的發(fā)育，而PARC6基因參與擬南芥子葉及真葉的葉綠體發(fā)育，兩者功能存在一定的關聯(lián)性，且SCO2基因與PARC6基因定位在擬南芥第3 號染色體的相近位置?；谝陨鲜聦崳梢酝茰ySCO2基因與PARC6基因存在共同進化的趨勢。為了確認兩者的共同進化關系，查找不同物種中的同源蛋白，構(gòu)建系統(tǒng)發(fā)育樹。結(jié)果顯示，PARC6基因在藻類、苔蘚、裸子植物、雙子葉植物與單子葉植物中均存在同源基因，說明PARC6基因功能較為保守。SCO2基因也在藻類、苔蘚、裸子植物、雙子葉植物和單子葉植物中存在同源基因（圖8）。并且，在單子葉及雙子葉植物中，PARC6與SCO2存在較為相似的系統(tǒng)進化趨勢（圖8）。

圖8 PARC6與SCO2蛋白的無根發(fā)育進化樹Fig.8 Phylogenetic tree of the rootless development of PARC6 and SCO2 proteins

3 討論

葉綠體通過光合作用產(chǎn)生有機分子和氧氣，直接或間接地為各種各樣的生物體提供生長和發(fā)育所需的物質(zhì)，因此葉綠體的起源、發(fā)育、分裂和進化一直是研究的熱點。目前通過圖位克隆技術(shù)、現(xiàn)代分子遺傳學等技術(shù)在擬南芥中已鑒定出一系列參與葉綠體發(fā)育、分裂的基因，這些基因的功能已被充分闡述，且功能相關基因的進化速率往往是協(xié)變的［27-29］。但目前對于葉綠體分裂的研究主要集中在對其分裂機制的解析方面，而葉綠體分裂對植物的生長發(fā)育及植物對環(huán)境脅迫響應的影響確鮮有報道。PARC6已被報道是參與葉綠體分裂的重要蛋白，在葉綠體分裂過程的早期通過與ARC3的相互作用參與葉綠體分裂，以保證葉綠體中間環(huán)結(jié)構(gòu)的收縮［12-13］。但最新的研究也表明，PARC6 不僅在葉片表皮的所有細胞類型的質(zhì)體形態(tài)建成中起著至關重要的作用［14］，也參與影響葉綠體在脅迫條件下的運動［30］，這也說明葉綠體異常分裂對植物的影響不僅僅局限于葉綠體的大小。SCO2 已被報道是參與子葉葉綠體發(fā)育的重要蛋白，作為一種蛋白二硫異構(gòu)酶影響編碼質(zhì)體蛋白質(zhì)基因的表達［20-21］。SCO2 蛋白的發(fā)現(xiàn)再次印證了子葉葉綠體與真葉葉綠體存在不同的發(fā)育途徑。已有的研究指出，葉綠體、線粒體及各類質(zhì)體的分裂機制較為相似［31］，而本次研究表明，在缺失PARC6 蛋白的突變株中，子葉與真葉的葉綠體分裂均存在異常，說明葉綠體分裂機制在子葉和真葉中也較為保守。同時，parc6突變株子葉的鮮質(zhì)量、葉綠素含量及葉綠素熒光參數(shù)都顯著低于野生型，稍高于sco2突變株的子葉，說明PARC6蛋白也影響子葉的生長，而且PARC6對子葉生長的影響超過真葉，這可能與子葉葉綠體的發(fā)育過程相關。眾所周知，子葉最初作為一個儲能器官，在缺乏光照的情況下為幼苗提供營養(yǎng)，而在無光照的條件下子葉的質(zhì)體部分發(fā)育（由前質(zhì)體轉(zhuǎn)化為黃化體）一旦幼苗從土壤中出來并接觸到陽光，黃化體就迅速的被轉(zhuǎn)化為葉綠體，從而進行光合作用［2，17，21］，這一轉(zhuǎn)變標志著從異養(yǎng)生長到自養(yǎng)生長的主要代謝變化。子葉中完全分化的葉綠體的功能類似于年輕的真葉葉綠體，但是它們通常含有比成熟的真葉葉綠體更少的類囊體膜，類囊體膜是光合作用機器附著的主要場所［32-33］。子葉葉綠體的異常分裂影響了幼苗的自養(yǎng)能力的形成從而阻礙了子葉的正常生長，同時由于子葉含有更少的類囊體膜，異常的葉綠體分裂對其功能的影響表現(xiàn)的更為顯著。parc6子葉生長的缺陷可以通過外施碳源得到一定程度的恢復，并且其光合復合體的高級結(jié)構(gòu)正常，這進一步說明是由于自養(yǎng)能力的不足而導致parc6子葉及真葉生長異常。PARC6 與SCO2 共同進化，演變，一定程度上也說明了兩者功能的相關性。已有的研究指示出葉綠體結(jié)構(gòu)、數(shù)量等因素影響著植物的生長發(fā)育，如擬南芥的HDR（4-Hydroxy-3-meyhylbut-2-enyl diphosphate reductase）基因突變后，葉綠體類囊體結(jié)構(gòu)缺失，葉片表現(xiàn)為白化，嚴重影響葉綠體的功能［34］；擬南芥的KASI（b-Ketoacyl-synthaseⅠ）基因突變后，葉綠體的數(shù)量顯著減少，植物生長受阻，葉綠體功能下降［35］。而本研究表明葉綠體的大小與植物生長也存在密切的聯(lián)系，這將為研究葉綠體的功能提供一個全新的視角。